CONTRIBUCIÓN AL CONOCIMIENTO DE LA BIODIVERSIDAD FÚNGICA DEL PARQUE NACIONAL DE ORDESA Y MONTE PERDIDO I

Contribution to the knowledge of the fungal biodiversity of Ordesa and Monte Perdido National Park I

 

M.A. Ribes1, J. Hernanz2, S. Tello3, J.C. Campos4, I. Paz5, G. Sánchez6, F. Pancorbo7*, F. Serrano8

1 Avenida Pablo Neruda 120, 28018 Madrid. miguelangel.ribes@gmail.com

2 San José de Calasanz 7b, 2ºI, 22700 Jaca, Huesca. jorgehu@gmail.com

3 Pº del Obispo 7, Valdepeñas de Jaén, 23150, Jaén. ajoporros@yahoo.es

4 Hacienda de Pavones 110, 28030 Madrid. jucalactarius@gmail.com

5 Las Infantas 11, 2°I, 39520 Comillas, Cantabria. Ita-paz@hotmail.com

6 Puerto Rico 6 C, 28016 Madrid. gonsadu@telefonica.net

7 Pintores del Paular 25, 28740 Rascafría, Madrid. pmaza@gmail.com

8 Cno. Puente Virrey 6, 4ª, 50008 Zaragoza. francisco@setasysitios.com

* Autor corresponsal

 

RESUMEN

Se realiza una revisión taxonómica de las especies fúngicas recolectadas a lo largo del año 2014 en el Parque Nacional de Ordesa y Monte Perdido con la finalidad de contribuir al conocimiento de la biodiversidad, clasificándolas en tres niveles: a) especies nuevas o de muy especial interés, b) especies interesantes o poco frecuentes, y c) resto de especies. Dada la amplitud del territorio estudiado, las zonas de prospección se han limitado a las cuencas de los ríos Ara, Arazas, Bellós, Yaga y Cinca.

Se determinaron 311 taxones, correspondiendo 240 al Phyllum Basidiomycota, 61 a Ascomycota y 10 a Myxomycota; los órdenes más representativos son Agaricales, Russulales, Pezizales, Polyporales, Boletales y Helotiales. Entre las especies determinadas se han encontrado 9 entre las propuestas para el catálogo de especies protegidas de la Península Ibérica y/o de Aragón.

En el presente trabajo se presenta una primera aportación al catálogo, en primer lugar en forma de listado de todos los taxones determinados y a continuación una descripción taxonómica con su iconografía macro y microscópica de 16 de ellos, que corresponden a especies interesantes o poco frecuentes.

 

ABSTRACT

In order to contribute to the knowledge of the fungal diversity in the Parque Nacional de Ordesa y Monte Perdido, a taxonomic revision of the species collected throught 2014 has been made, classified in three levels: a) new or very special interest species, b) interesting or uncommon species, c) other species. Given the breadth of the territory that has been studied, prospecting areas have been limited to the bassins of the Ara, Arazas, Bellós, Yaga and Cinca rivers.

311 taxa were identified, corresponding 240 to Phyllum Basidiomycota, 61 to Ascomycota and 10 to Myxomycota; the most representative orders are Agaricales, Russulales, Pezizales, Polyporales, Boletales and Helotiales. Among the identified species, have been found 9 between the proposals for the catalog of protected species of the Iberian Peninsula and/ or Aragón.

In this paper a first contribution to the catalog is showed, first as a list of all identified taxa and then, a taxonomic description with its macro and microscopic iconography for 16 of them, corresponding with interesting or uncommon species.

 

Recibido: 08-02-2016. Aceptado: 24-05-2016. Fecha de publicación on-line: 20/07/2016

Citation / Cómo citar este artículo: M.A. Ribes, J. Hernanz, S. Tello, J.C. Campos, I. Paz, G. Sánchez, F. Pancorbo y F. Serrano (2016). Contribución al conocimiento de la biodiversidad fúngica del Parque Nacional de Ordesa y Monte Perdido I. Pirineos, 171, e021. doi: http://dx.doi.org/10.3989/Pirineos.2016.171005.

PALABRAS CLAVE: Catálogo; corología; diversidad; hongos; Huesca; Pirineos; taxonomía.

KEYWORDS: Check list; chorology; diversity; fungi; Huesca; Pyrenees; taxonomy.

Copyright: © 2016 CSIC. This is an open-access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution-Non Commercial (by-nc) Spain 3.0 License.


 

CONTENIDOS

RESUMEN

ABSTRACT

IntroducciÓn

Materiales y mÉtodos

Resultados

DiscusiÓn

Agradecimientos

Referencias

1. IntroducciÓnTop

El objetivo del presente trabajo es ampliar el conocimiento de la diversidad fúngica del Parque Nacional de Ordesa y Monte Perdido (PNOMP) mediante una relación de taxones en forma de catálogo y una descripción detallada de algunos que se consideran de especial interés, bien por ser primeras citas, o bien por no ser muy comunes. El primer trabajo sobre hongos en el PNOMP del que tenemos constancia es el de Losa España (1948), sobre micromicetes, en el que sobre un total de 109 especies, 13 de ellas son nuevas para la ciencia. Quizás el grupo de hongos mejor estudiado sea el de Aphyllophorales, destacando los trabajos de Hjortstam et al. (1981), Melo et al. (1993) y Tellería et al. (1993) en el que se aportan 181 taxones, 66 de ellos nuevas citas para el Parque. Posteriormente, se han ido realizando otros estudios, destacando los realizados por Calonge & Martín (1991) en Gasteromicetes, Castro Cerceda et al. (1991) sobre algunos agaricales y rusulales, García Bona (1991) en Cortinarius, Llistosella et al. (1994) sobre agaricales s.l, Esteve-Raventós et al. (1996) sobre el género Entoloma. Es particularmente interesante el realizado por Esteve-Raventós et al. (1997) con 134 taxones, muchos de ellos nuevos para el catálogo micológico ibérico, al orientarlo como un catálogo de distintos grupos de hongos en el mismo sentido del presente trabajo.

Las visitas y toma de muestras para la elaboración de este trabajo de catalogación se iniciaron a mediados de Junio del año 2014, una vez obtenidos todos los permisos necesarios para el muestreo de hongos, tanto epigeos como hipogeos. Durante 2014 se ha visitado el Parque durante un total de 41 días, bien en grupos o individualmente, con lo que siendo 22 los participantes que lo han visitado, representa un total de 136 visitas individuales.

Se han adoptado, como ámbito de nuestro estudio, las áreas definidas en la propuesta de ampliación del Parque que hace Benito Alonso (2005) (ver Figura 1).

Figura 1: Mapa del Parque Nacional de Ordesa y Monte Perdido (Extraído de Benito Alonso, 2005).

Figure 1: Map of Ordesa and Monte Perdido National Park.

Para todos los aspectos relacionados con la vegetación, edafología y cartografía, se ha considerado la tesis doctoral de Benito Alonso (2005) como referencia. Asimismo, a la hora de plantearse los lugares de prospección, se decidió tomar como guía las unidades fisiográficas propuestas en la obra anteriormente citada.

En principio, se considera el Parque dividido en cinco cuencas naturales principales:

  1. Espacio 1. Cuenca del Ara (Bujaruelo): Orientación noroeste-sureste. Masas mixtas de hayas (Fagus sylvatica L.) con abetos (Abies alba Mill.), pino albar (Pinus sylvestris L.) y sotobosque de boj (Buxus sempervirens L.). En el piso montano encontramos tejos (Taxus baccata L.), donde llegan a formar bosquetes. Manchas más o menos grandes de saucedas (Salix sp.pl.). Pino mugo (Pinus uncinata Ramond ex DC.) con erizones (Echinospartum horridum (Vahl) Rothm.), altimontano –1.350-1.900 m–, propio de solanas secas, calizas y venteadas. El sotobosque está tapizado por el espinal de erizones, al que acompañan enebros. En el piso subalpino inferior, pastos higroturbosos sobre calizas, siguiendo los cursos de agua.
  2. Espacio 2. Cuenca del Arazas (Ordesa): Orientación este-oeste. Zona forestal compuesta de pino albar a la entrada del valle con sotobosque de boj y de bosques húmedos (hayas, abetos) con un tapiz de briófitos en la zona central, donde también podemos ver vegetación de ribera con sauces, fresnos (Fraxinus excelsior L.) y abedules (Betula pendula Roth). Al fondo del valle, zona de pastos mezclado con turberas alcalinas del Circo de Soaso. El tipo de suelo es predominatemente calizo, pero encontramos afloramientos de areniscas silíceas en el piso subalpino con una vegetación dominante de pino mugo y Rhododendron ferrugineum L.
  3. Espacio 3. Cuenca del Bellós (Añisclo): Orientación norte-sur. En la zona meridional encontramos bosques mediterráneos y submediterráneos, encontrando en las zonas bajas avellanares (Corylus avellana L.) y bosques mixtos, y en las zonas medias carrascales montanos (Quercus rotundifolia Lam.) con boj; en la zona central bosques húmedos (hayasprincipalmente) encontrando en el piso subalpino pino mugo con Rhododendron ferrugineum.
  4. Espacio 4. Cuenca del Yaga (Escuaín): Orientación noroeste-sureste hasta Estaroniello, donde pasa a norte-sur. En la Garganta del Yaga encontramos avellanares-bosques mixtos, hayedos y pinares musgosos. En la media montaña encontramos quejigares calcícolas (Quercus pubescens Willd.) con pinos y matorrales de boj y erizones.
  5. Espacio 5. Cuenca del Cinca (Pineta): Orientación oestenoroeste-estesureste. Zona forestal de solana cubierta por pino albar y boj en las zonas baja y media del valle. En la ladera umbría desde el embalse hasta la cabecera con el hayedo, predomina el bosque de Abies alba y Pinus sylvestris; cerca del fondo encontramos las hayas. En las zonas altas predomina el pino mugo. Zona forestal de ribera y zona forestal de umbría. Pastos supraforestales.

Dentro de estos espacios se han definido hasta ahora diferentes zonas según se detalla en la Tabla 1.

Tabla 1: Localidades prospectadas.

Table 1: Areas of activity.

Espacio Zona Lugar Hábitat predominante Coordenadas (MGRS, Datum: ETRS89) Altitud (m) Municipio
1 Bujaruelo (río Ara)
  1.1 Bujaruelo, San Nicolás Pradera, Abies alba, Buxus sempervirens. 30TYN3731 1.350-1.400 Torla
  1.2 Bujaruelo, camino a San Nicolás Pradera, Abies alba, Pinus sylvestris, Buxus sempervirens 30TYN3629, 30TYN3630 1.300-1.350 Torla
  1.3 Bujaruelo, senda subida al puerto Pradera y Pinus uncinata 30TYN3731 1.600-1.800 Torla
2 Ordesa (río Arazas)
  2.1 Ordesa, La Pradera Pradera, bosque mixto y bosque de ribera 30TYN4026, 30TYN4126 1.295-1.330 Torla
  2.2 Ordesa, Cotatuero Bosque de Abies alba 30TYN4126, 30TYN4226 1.295-1.800 Torla
  2.3 Ordesa, Salarons Bosque mixto 30TYN4025, 30TYN4026, 30TYN4027 1.250-1.900 Torla
  2.4 Ordesa, Turieto alto Bosque de Fagus sylvatica, Abies alba y Pinus sylvestris 30TYN3926, 30TYN4025,
30TYN4026 1.300-1.400 Torla
  2.5 Ordesa, Turieto bajo Bosque de Fagus sylvatica y bosque mixto 30TYN4026 1.300 Torla
  2.6 Ordesa, Laña caballo Bosque mixto de Fagus sylvatica y Abies alba 30TYN4025,
30TYN4125, 30TYN4026, 30TYN4126 1.295-1.390 Torla
  2.7 Ordesa, La Vaqueriza Bosque de Fagus sylvatica 30TYN4126, 30TYN4125 1.295 Torla
  2.8 Ordesa, Cubilar de las vacas Bosque de Fagus sylvatica 30TYN4125, 30TYN4225 1.295-1.350 Torla
  2.9 Ordesa, Circo de Soaso Prados supraforestales 31TBH5425, 31TBH5426 31TBH5525, 31TBH5526 1.700-1.870 Torla
  2.10 Ordesa, Gradas de Soaso Bosque mixto y prados 31TBH5425 1.700-1.750 Torla
  2.11 Ordesa, Faja de Pelay Pinar subalpino de Pinus uncinata con Rhododendron ferrugineum sobre areniscas acidificadas 30TYN4125, 30TYN4225, 30TYN4224, 30TYN4324, 30TYN4424, 30TYN4524, 31TBH5424, 31TBH5425, 31TBH5426   Torla
  2.12 Ordesa, Laña Sarratiello Bosque mixto y de ribera 30TYN4226 1.295 Torla
  2.13 Ordesa, Circo de Góriz Prados subalpinos 31TBH5528 2.050-2.350 Torla
  2.14 Ordesa, Arripas Bosque de Fagus sylvatica 30TYN4225, 30TYN4325 1.400 Torla
  2.15 Ordesa, Sierra de las Cutas Pinar subalpino ralo de Pinus uncinata sobre calizas, pastos pedregosos de umbría caliza y gleras subalpinas 30TYN3925, 30TYN4025, 30TYN4125 1.900-2.245 Torla
  2.16 Ordesa, Senda de los Cazadores Bosque mixto 30TYN4125 1.300-2.000 Torla
  2.17 Ordesa, Bosque de las Hayas Bosque de Fagus sylvatica 30TYN4324, 30TYN4424 1.450-1.700 Torla
3 Añisclo (río Bellós)
  3.1 Añisclo, Molino de Aso Bosque de ribera 31TBH5716 930-960 Fanlo
  3.2 Añisclo, San Úrbez Bosque mixto de Quercus subpyrenaica y Pinus sylvestris 31TBH5716 930-960 Fanlo
  3.3 Añisclo, loma Ermita de la Magdalena Echinospartum horridum 30TYN4419 1.370 Fanlo
  3.4 Añisclo, Monte de Nerín Echinospartum horridum 31TBH5518 1.300-2.000 Fanlo
4 Escuaín (río Yaga)
  4.1 Escuaín, entorno de pueblo Corylus avellana, Salix sp. 31TBH6419, 31TBH6420 1.200 Puértolas
  4.2 Escuaín, La Valle-Barranco de Forca Martín Pinus sylvestris, Buxus sempervirens y prados de montaña 31TBH6221, 31TBH6222 1.460-1.560 Puértolas
  4.3 Escuaín, San Salvador Pinus sylvestris, Buxus sempervirens y prados de montaña 31TBH6221, 31TBH6321 1.350-1.430 Puértolas
  4.4 Escuaín, La Cruz Prados con Pinus sylvestris 31TBH6320 1.300 Puértolas
  4.5 Escuaín, Puente de los Mallos Fagus sylvatica y Populus tremula 31TBH6222 1.400 Puértolas
  4.6 Escuaín, Barranco de la Fuente Bosque mixto con Corylus avellana 31TBH6419 1.200 Puértolas
  4.7 Escuaín, Revilla, Miradores de Angonés Quercus subpyrenaica, Pinus sylvestris y Echinospartum horridum 31TBH6420, 31TBH6520 1.200-1.375 Tella-Sin
5 Pineta (río Cinca)
  5.1 Pineta, El Cornato Bosque de Abies alba con algún Pinus sylvestris, Fagus sylvatica y bosque de ribera 30TBH6824, 30TBH6923, 30TBH6924 1.160-1.170 Bielsa
  5.2 Pineta, fondo de circo Fagus sylvatica, prados y bosque de ribera 31TBH6029, 31TBH6129, 31TBH6128 1.280-1.430 Bielsa
  5.3 Pineta, senda de subida a Lalarri Bosque mixto de Fagus sylvatica y Abies alba 31TBH6029, 31TBH6129 1.300-1.570 Bielsa
  5.4 Pineta, Circo de Lalarri Prado fresco supraforestal 31TBH6129 1.550-1.620 Bielsa
  5.5 Pineta, La Estiva Humedales sobre pizarras 31TBH6229, 31TBH6329 2.050-2.100 Bielsa
  5.6 Pineta, Plana Fonda Prados con Dryas octopetala, Salix pyrenaica y Pinus uncinata 31TBH6328, 31TBH6329, 31TBH6428 2.070-2.113 Bielsa

2. Materiales y mÉtodosTop

Para la realización del trabajo de campo se eligieron los puntos que en cada momento se presuponían más propicios, teniendo en cuenta las condiciones meteorológicas previas y la época del año, tratando de fotografiar in situ las especies encontradas. Las fotografías se realizaron con cámaras digitales, recogiendo además los datos de situación, hábitat y las anotaciones de las características pertinentes de los ejemplares.

La recolección de hongos hipogeos se realizó con perros adecuadamente entrenados para la búsqueda de este grupo de hongos.

Las mediciones de las estructuras microscópicas se realizaron con el programa Piximètre (http://ach.log.free.fr/Piximetre/) a través de fotografías calibradas, tanto para la extracción de datos, como para la obtención de la fórmula dimensional en su formato “classique” (Henriot, 2014).

Las observaciones macroscópicas de Mixomicetes se han realizado mediante un estereomicroscopio Optika SZM-2. Las muestras para el estudio microscópico han sido limpiadas del exceso de esporas mediante soplador de aire y alcohol etílico de 96º (Poulain et al., 2011). Una vez limpias se han montado en medio de Hoyer (Nannenga-Bremekamp, 1991) para su observación y toma de medidas. Las medidas esporales incluyen la ornamentación y han sido tomadas mediante objetivo 100X de inmersión, y las de Ascomicetes se hicieron sobre material fresco usando la metodología de Baral (1992) referente a la “taxonomía vital”. Los siguientes medios fueron usados para la observaciones de caracteres microscópicos: agua (del grifo o embotellada), KOH al 5%, solución de ioduro potásico 3% - iodo 1% (IKI) en agua, azul de lactofenol (CB) en agua, azul de cresilo brillante (CRB) al 0,5% en agua, rojo congo en agua al 0,5% y rojo congo al 1% en agua con 3% de SDS (RC). Las medidas microscópicas se han realizado en agua y siempre en más de 32 ascosporas bajo el objetivo de inmersión de 100X e incluyen la ornamentación, a excepción de Neobarya parasitica (Fuckel) Lowen, en la que se han medido solo 13 esporas y en RC. El ancho de las ascosporas está medido en la parte más ancha, y en el caso de las de Encoeliopsis rhododendri (Ces. ex De Not.) Nannf. está medido en el septo. La terminología de los elementos citológicos relativos a las células vivas es la usada por Baral (1992). En las figuras se ha indicado con el símbolo * las estructuras vivas y con el símbolo las estructuras muertas. Las formas esporales se han descrito siguiendo a Kušan et al. (2014). El estudio de las muestras de hipogeos está realizado con agua, medio de Hoyer y azul de metileno fenicado.

Las observaciones de Basidiomicetes se han realizado sobre material fresco. Para la comprobación de reacciones macroquímicas se han utilizado los siguientes reactivos: resina de guayaco, sulfato ferroso, fenol (disolución acuosa al 2%), hidróxido de potasio (KOH) al 20% e hidróxido amónico (NH4OH) al 25%. El estudio de los caracteres microscópicos se ha realizado en los siguientes medios: fucsina fenicada, ácido clorhídrico (HCl), RC, reactivo de Melzer, sulfovainillina (SV) y agua.

Para las fotografías microscópicas se han utilizado los microscopios particulares de cada autor con el cuerpo de una cámara digital reflex acoplado en su puerto triocular. La toma de fotografías se ha realizado con distintos programas de captura remota y en algún caso se ha utilizado el programa “Helicon Focus” de apilamiento de imágenes para el montaje, tanto de las fotos macroscópicas como microscópicas.

Para la determinación de las muestras, se ha seguido una taxonomía clásica, es decir, aquella que se fundamenta casi exclusivamente en los caracteres morfológicos y ecológicos de los taxones; para ello, las principales herramientas de trabajo y consulta han sido tanto monografías clásicas y modernas sobre algunos géneros, como obras generalistas, preferentemente realizadas en el ámbito europeo como: Bas et al. (1988, 1990, 1995, 1999), Basso (1999), Boertmann (1995), Bon (1990, 1991, 1993, 1997, 1999), Breitenbach & Kránzlin (1984, 1986, 1991, 1995, 2000), Candusso (1997), Eyssartier & Roux (2011), Fouchier (1995), Hausknecht (2009), Holec (2001), Knudsen & Vesterholt (2008), Kuyper (1986), Medardi (2006), Moreno et al. (1986), Muñoz (2005), Neville & Poumarat (2004), Noordeloos (1992, 2004, 2011), Noordeloos et al. (1995, 2005), Palazón (2001), Parra (2008, 2013), Robich (2003), Roux (2006), Vesterholt (2005). No obstante, en la mayoría de los casos se han utilizado artículos y trabajos científicos de ámbito más específico, que serán mencionados en la descripción taxonómica de las especies de interés.

Las muestras recolectadas se han deshidratado y se han depositado en el Herbario del Instituto Pirenaico de Ecología (JACA-MICO) y, siempre que ha sido posible, se ha guardado un duplicado, bien en los herbarios personales de los miembros del equipo, Ita Paz (IC), Gonzalo Sánchez Dueñas (GSD), Miguel Ángel Ribes (MAR) o en otros herbarios oficiales.

Para la clasificación taxonómica por órdenes hemos seguido el Index fungorumKirk et al. (2000, disponible online www.indexfungorum.org/Names/Names.asp) y MykoBank (Robert et al. 2005, disponible online en www.mycobank.org). La terminología utilizada en las descripciones de las estructuras sigue, en lo posible, la recomendada por Ulloa & Hanlin (2006).

3. ResultadosTop

Se relacionan a continuación (Tabla 2) las especies recolectadas y determinadas durante la campaña de 2014, indicando con un asterisco (*) aquellas que suponen una primera cita para España según nuestra búsqueda. Junto a éstas, hemos seleccionado 13 más de especial interés que describimos completamente con iconografía macro y micro.

Tabla 2: Catálogo de especies.

Table 2: Species check list.

N.º Especie Zona
1. Agaricus arvensis Schaeff. 2.9
2. Agaricus dulcidulus Schulzer 5.1
3. Agaricus silvicola (Vittad.) Peck 2.11
4. Agrocybe praecox (Pers.) Fayod 2.3
5. Aleurodiscus amorphus Rabenh. 2.4
6. Amanita citrina Pers. 5.1
7. Amanita excelsa (Fr.) Bertill. 2.7
8. Amanita muscaria (L.) Lam. 4.3
9. Amanita phalloides (Vaill. ex Fr.) Link 4.4
10. Amanita rubescens Pers. 2.4; 2.7
11. Arpinia rahmii Hohmeyer & Senn-Irlet 4.3
12. Artomyces pyxidatus (Pers.) Jülich 5.4
13. Ascocoryne cylichnium (Tul.) Korf 2.6
14. Auricularia mesenterica (Dicks.) Pers. 4.1
15. Auriscalpium vulgare Gray 2.9; 3.1
16. Bertia moriformis (Tode) De Not. 5.4
17. Bisporella citrina (Batsch) Korf & S.E. Carp. 1.1; 5.4
18. Boletus edulis Bull. 1.1; 2.4
19. Boletus reticulatus Schaeff. 2.7
20. Bovista plumbea Pers. 2.9; 4.2
21. Calocera cornea (Batsch) Fr. 2.6; 5.3
22. Calocybe persicolor (Fr.) Singer 2.9
23. Camarophyllopsis foetens (W. Phillips) Arnolds 2.3
24. Cantharellus cibarius Fr. 2.7
25. Cantharellus pallens Pilát 2.3; 2.8
26. Cellulariella warnieri (Durieu & Mont.) Zmitr. & V. Malysheva 2.6
27. Ceratiomyxa fruticulosa (O.F. Müll.) T. Macbr. 2.2
28. Chalciporus amarellus (Quél.) Bataille 2.3; 4.7
29. Chalciporus piperatus (Bull.) Bataille 4.3
30. Chlorociboria aeruginascens (Nyl.) Kanouse ex C.S. Ramamurthi, Korf & L.R. Batra 2.16; 4.6; 5.4
31. Chroogomphus rutilus (Schaeff.) O.K. Mill. 4.2; 5.5
32. Clavariadelphus pistillaris (L.) Donk 2.6
33. Clavulina cristata (Holmsk.: Fr.) J. Schrot. 5.4
34. Clavulinopsis corniculata (Schaeff.) Corner 4.3
35. Clavulinopsis laeticolor (Berk. & M.A. Curtis) R.H. Petersen 4.3
36. Clitocybe candida Bres. 4.4
37. Clitocybe nebularis (Batsch) P. Kumm. 5.4
38. Clitocybe odora (Bull.) P. Kumm. 2.7; 5.4; 2.11
39. Coltricia perennis (L.) Murrill 2.12
40. Coprinellus disseminatus (Pers.) J.E. Lange 5.4
41. Coprinopsis atramentaria (Bull.) Redhead, Vilgalys & Moncalvo 2.3
42. Cortinarius atrovirens Kalchbr. 2.3; 2.4
43. Cortinarius bulliardii (Pers.) Fr. 2.6; 5.4
44. Cortinarius caesiocanescens M.M. Moser 4.4; 5.5
45. Cortinarius cf. terpsichores Melot 4.3
46. Cortinarius delibutus Fr. 2.4
47. Cortinarius infractus (Pers.) Fr. 4.7
48. Cortinarius odorifer Britzelm. 2.11
49. (*) Cortinarius parelegantior Moënne-Loccoz & Reumaux 5.2
50. Cortinarius salor Fr. 5.1
51. Cortinarius variicolor (Pers.) Fr. 5.1
52. Cortinarius violaceus (L.) Gray 2.3
53. Craterellus cornucopioides (L.) Pers. 2.8
54. Craterellus lutescens (Fr.) Fr. 2.3; 4.3; 5.1
55. Craterellus melanoxeros (Desm.) Pérez-De-Greg. 2.7
56. Craterellus tubaeformis (Fr.) Quél. 2.7; 5.1
57. Crepidotus applanatus (Pers.) P. Kumm. 5.2
58. Crepidotus subverrucisporus Pilát 2.3; 2.9
59. Cribraria purpurea Schrad. 2.4
60. Crucibulum laeve (Huds.) Kambly 1.2
61. Cuphophyllus pratensis (Fr.) Bon 4.3, 4.4; 5.4
62. Cuphophyllus virgineus (Wulfen : Fr.) Kovalenko 2.9; 4.3
63. Cyathus olla (Batsch) Pers. 3.4
64. Cyathus striatus (Huds.) Willd. 2.6; 3.1
65. Cyclocybe erebia (Fr.) Vizzini & Matheny 2.3
66. Dematioscypha richonis var. olivacea (Velen.) Huhtinen 2.6
67. Dentipellis fragilis (Pers.) Donk 2.6
68. Dermoloma cuneifolium (Fr.) Singer ex Bon 4.3
69. Diatrype disciformis (Hoffm.) Fr. 2.6; 5.2
70. Diderma fallax (Rostaf.) Lado 1.3
71. Diderma spumaroides (Fr.) Fr. 5.3
72. Discina ancilis (Fr.) Harmaja 1.2
73. (*) Encoeliopsis rhododendri (Ces.) Nannf. 2.11
74. Entoloma catalaunicum (Singer) Noordel. 2.3
75. Entoloma incanum (Fr.) Hesler 2.1; 2.7
76. Exobasidium rhododendri (Fuckel) C.E. Cramer 2.11
77. Flammulaster carpophilus (Fr.) Earle ex Vellinga 2.8
78. Flammulaster limulatus (Fr.) Watling 2.6
79. Fomes fomentarius (L.) Fr. 2.6
80. Fomitopsis pinicola (Sw.) P. Karst. 2.2; 2.4
81. Fuscoporia ferrea (Pers.) G. Cunn. 2.6
82. Galerina marginata (Batsch) Kühner 2.4
83. Ganoderma carnosum Pat. 2.2
84. Geastrum michelianum Berk. & Broome 4.3
85. Genea vagans Mattir. 4.1
86. Geoglossum cookeanum Nannf. 3.1
87. Gliophorus psittacinus (Schaeff. : Fr.) Herink 2.11; 4.3
88. Gloeophyllum abietinum (Bull.) P. Karst. 2.2
89. Gomphidius roseus (Fr.) Fr. 4.4
90. Guepinia helvelloides (DC.) Fr. 2.11; 2.12; 5.1
91. Gymnopus confluens (Pers.) Antonín, Halling & Noordel. 5.4
92. Gymnopus foetidus (Sowerby) P.M. Kirk 4.1
93. Gymnopus hariolorum (Bull.) Antonín, Halling & Noordel. 5.2
94. Gyromitra esculenta (Pers.) Fr. 1.2
95. Gyromitra gigas (Krombh.) Cooke 2.6
96. Gyromitra infula (Schaeff.) Quél. 2.4
97. Gyromitra martinii Donadini & Astier 5.2
98. Helvella acetabulum (L.) Quél 2.8; 2.14
99. Helvella crispa (Scop.) Fr. 4.3; 4.6
100. Helvella elastica Bull. 2.4
101. Helvella lacunosa Afzel. 2.4; 2.6
102. Helvella leucopus Pers. 2.6
103. Hyalorbilia inflatula (P. Karst.) Baral & G. Marson 4.7
104. Hyaloscypha aureliella (Nyl.) Huhtinen 2.6
105. Hydnellum aurantiacum (Batsch) P. Karst. 4.4; 4.6
106. Hydnellum caeruleum (Hornem.) P. Karst. 5.1
107. Hydnum repandum L. 2.4; 2.8; 5.1
108. Hygrocybe acutoconica (Clem.) Singer 2.1
109. Hygrocybe calciphila Arnolds 2.6
110. Hygrocybe chlorophana (Fr.) Wünsche 5.3
111. Hygrocybe coccinea (Schaeff.) P. Kumm 4.2; 4.4; 5.2
112. Hygrocybe conica (Schaeff.) P. Kumm 1.1; 2.7; 5.4
113. Hygrocybe insipida (J.E. Lange) M.M. Moser 2.1
114. Hygrocybe punicea (Fr.) P. Kumm. 4.2
115. Hygrocybe quieta (Kühner) Singer 4.3; 5.2
116. Hygrophorus agathosmus (Fr.) Fr. 4.3
117. Hygrophorus chrysodon (Batsch) Fr. 4.5; 5.1; 5.2
118. Hygrophorus eburneus (Bull.) Fr. 5.4
119. Hygrophorus gliocyclus Fr. 2.11; 4.3
120. Hygrophorus hypothejus (Fr.) Fr. 2.11; 4.3
121. Hygrophorus pudorinus (Fr.) Fr. 1.1; 2.4
122. Hymenoscyphus lutescens (Hedw.) W. Phillips 4.3
123. Hymenoscyphus serotinus (Pers.) W. Phillips 2.4
124. Hypholoma capnoides (Fr.) P. Kumm. 2.7
125. Hypholoma fasciculare (Huds.) P. Kumm. 2.8
126. Hypomyces lateritius (Fr.) Tul. & C. Tul. 2.6; 4.2
127. Hypoxylon fragiforme (Pers.) J. Kickx f. 2.6
128. Infundibulicybe dryadum (Bon) Harmaja 5.5
129. Inocybe bongardii (Weinm.) Quél. 2.5
130. Inocybe calamistrata (Fr.) Gillet 2.6
131. Inocybe cervicolor (Pers.) Quél. 2.7
132. Inocybe erubescens A. Blytt 2.3; 2.6
133. Inocybe geophylla (Bull.) P. Kumm 5.4
134. Inocybe petiginosa (Fr.) Gillet 2.7
135. Laccaria amethystina Cooke 2.3
136. Laccaria bicolor (Maire) P.D. Orton 4.2
137. Lactarius acris (Bolton) Gray 2.7
138. Lactarius albocarneus Britzelm. 5.1
139. Lactarius blennius (Fr.) Fr. 2.7
140. Lactarius deliciosus (L.) Gray 4.2
141. Lactarius luridus (Pers.) Gray 4.7
142. Lactarius pallidus Pers. 2.6; 2.8
143. Lactarius pubescens Fr. 2.1; 2.10; 5.2
144. Lactarius pyrogalus (Bull.) Fr. 4.1; 5.4
145. Lactarius rubrocinctus Fr. 2.6; 2.7; 5.2; 5.4
146. Lactarius salmonicolor R. Heim & Leclair 2.6; 2.12
147. Lactarius semisanguifluus R. Heim & Leclair 4.3; 4.4
148. Lactarius torminosus (Schaeff.) Gray 2.1; 2.11; 4.6
149. Lasiobolus intermedius J.L. Bezerra & Kimbr. 2.6
150. Lasiosphaeria ovina (Pers.) Ces. & De Not. 5.4
151. Leccinum albostipitatum den Bakker & Noordel. 4.5
152. Leccinum scabrum (Bull.) Gray 2.12; 5.2
153. Lentinellus micheneri (Berk. & M.A. Curtis) Pegler 2.3
154. Lentomitella cirrhosa (Pers.) Réblová 2.6
155. Lenzites betulina (L.) Fr. 4.1
156. Leotia lubrica (Scop.) Pers. 2.3; 2.6; 5.2; 5.4
157. Lepiota aspera (Pers.) Quél. 2.8
158. Lepiota clypeolaria (Bull.) P. Kumm. 2.6
159. Lepiota cristata (Bolton) P. Kumm 2.9
160. Lepiota ignivolvata Bousset & Joss. ex Joss. 2.6
161. Lepiota magnispora Murrill 2.7; 5.2
162. Lepista glaucocana (Bres.) Singer 2.3; 5.1
163. Lycogala epidendrum (J.C. Buxb. ex L.) Fr. 2.11
164. Lycoperdon echinatum Pers. 2.14
165. Lycoperdon mammiforme Pers. 2.6
166. Lycoperdon perlatum Pers. 5.4
167. Lycoperdon pyriforme Schaeff. 1.2; 2.6; 5.4
168. Macrocystidia cucumis (Pers.) Joss. 2.4; 4.3
169. Macrolepiota mastoidea (Fr.) Singer 2.8; 4.2
170. Marasmius collinus (Scop.) Singer 4.3
171. Marasmius oreades (Bolton) Fr. 2.3; 4.2
172. Marasmius rotula (Scop.) Fr. 4.4; 5.2
173. Megacollybia platyphylla (Pers.) Kotl. & Pouzar 2.6
174. Melanogaster macrosporus Velen. 5.1
175. Melanoleuca cognata (Fr.) Konrad & Maubl. 1.2
176. Melanoleuca melaleuca (Pers.) Murril 2.2
177. Meripilus giganteus (Pers.) P. Karst. 2.7
178. Merulius tremellosus Schrad. 5.4
179. Mucidula mucida (Schrad.) Pat. 2.7
180. Mycena acanthophila J.C. Zamora & Català 2.3; 2.9; 3.3; 3.4
181. Mycena acicula (Schaeff.) P. Kumm. 2.2
182. Mycena flavoalba (Fr.) Quél. 2.11
183. Mycena haematopus (Pers.) P. Kumm. 2.6; 5.1
184. Mycena pelianthina (Fr.) Quél. 2.3
185. Mycena pura (Pers.) P. Kumm. 2.3; 5.4
186. Mycena renati Quél. 5.2; 5.3
187. Mycena stipata Maas Geest. & Schwöbel 2.2
188. Neobarya parasitica (Fuckel) Lowen 5.2
189. Neoboletus erythropus (Pers.) C. Hahn 1.1
190. Neobulgaria pura (Pers.) Petr. 2.7; 2.14
191. Onygena equina (Willd.) Pers. 4.2
192. Orbilia delicatula (P. Karst.) P. Karst. 2.6
193. Osteina obducta (Berk.) Donk 2.3
194. Otidea alutacea (Pers.) Massee 5.4
195. Otidea bufonia (Pers.) Boud. 5.4
196. Otidea onotica (Pers.) Fuckel 2.3
197. Panellus stipticus (Bull.) P. Karst. 4.1
198. Parasola conopilus (Fr.) Örstadius & E. Larss. 2.6
199. Peziza arvernensis Roze & Boud. 2.6; 5.2; 5.4
200. Peziza gerardii Cooke 5.4
201. Peziza heimii Pfister 2.13
202. Peziza howsei Roze & Boud. 5.4
203. Peziza michelii (Boud.) Dennis 2.6; 5.2
204. Peziza micropus Pers. 2.7
205. Peziza nivalis Heim & Remy 1.1
206. Peziza obtusapiculata J. Moravec 2.14
207. Peziza saniosa Schrad. 2.6
208. Peziza succosa Berk. 2.6
209. Peziza succosella (Le Gal & Romagn.) M.M. Moser ex Aviz.-Hersh. & Nemlich 2.6
210. Peziza varia (Hedw.) Alb. & Schwein. 2.6
211. Phellinus igniarius (L.) Quél. 2.6
212. Phellodon confluens (Pers.) Pouzar 2.8
213. Phellodon niger (Fr.) P. Karst. 4.4; 4.6
214. Phellodon tomentosus (L.) Banker 5.1
215. Pholiota aurivella (Batsch) P. Kumm. 2.14
216. Pholiota flammans (Batsch) P. Kumm. 2.4
217. Pholiota squarrosa Vahl (P. Kumm.) 2.4
218. Pholiota squarrosoides (Peck) Sacc. 2.8
219. Pholiotina aporos (Kits van Wav.) Clémençon. 2.6
220. Pholiotina rugosa (Peck) Singer 4.4
221. Physarum alpestre Mitchel, S.W. Chapm. & M.L. Farr 1.1
222. Physarum vernum Sommerf. 1.1
223. Piptoporus betulinus (Bull.) P. Karst. 2.6
224. Plicaturopsis crispa (Pers.) D.A. Reid 4.1; 4.6
225. Pluteus cervinus (Schaeff.) P. Kumm. 2.2
226. Pluteus romellii (Britzelm.) Sacc. 2.7
227. Pluteus salicinus (Pers.) P. Kumm. 2.6
228. Polyporus brumalis (Pers.) Fr. 2.6; 5.4
229. Polyporus ciliatus Fr. 2.6
230. Polyporus melanopus (Pers.) Fr. 2.6; 2.8
231. Polyporus varius (Pers.) Fr. 2.6; 5.2
232. Postia caesia (Schrad.) P. Karst. 2.4; 2.6
233. Psatyrella spadiceogrisea (Schaeff.) Maire 2.8
234. Pseudoclitocybe cyathiformis (Bull.) Singer 2.6; 2.7; 2.11
235. Pseudohydnum gelatinosum (Scop.) P. Karst. 2.4; 5.4
236. Puccinia buxi Sowerby 2.6
237. Pycnoporellus fulgens (Fr.) Donk 2.4; 2.6
238. Pycnoporus cinnabarinus (Jacq.) P. Karst. 2.6 ; 5.3
239. Ramaria botrytis (Pers.) Ricken 2.7
240. Ramaria broomei (Cotton & Wakef.) R.H. Petersen 5.2
241. Ramaria ochracea (Bres.) Corner 2.3
242. Rhizopogon abietis A.H. Sm. 4.4
243. Rhizopogon luteolus Fr. 4.3
244. Rosellinia aquila (Fr.) Ces. & De Not. 2.6
245. Russula acrifolia Romagn. 2.1
246. (*) Russula adulterina Fr. 5.1
247. Russula aurata Fr. 2.7
248. Russula caerulea Fr. 4.4
249. Russula cavipes Britzelm. 2.4
250. Russula cessans A. Pearson 4.4
251. Russula chloroides (Krombh.) Bres. 1.1; 2.1
252. Russula cyanoxantha (Schaeff.) Fr. 1.1
253. Russula exalbicans (Pers.) Melzer & Zvára 2.1
254. Russula gracillima Jul. Schäff. 4.4
255. Russula mairei Singer 2.6; 2.8
256. Russula queletii Fr. 1.1; 2.1; 5.1
257. Russula risigallina (Batsch) Sacc. 2.1
258. Russula romellii Maire 2.1; 2.8
259. Russula roseipes Bres. 2.11
260. Russula sanguinea Fr. 4.4; 5.1
261. Russula sardonia Fr. 1.1; 5.1
262. Russula vesca Fr. 2.1
263. Russula virescens (Schaeff.) Fr. 1.1
264. Sarcodon scabrosus (Fr.) P. Karst. 2.4
265. Sarcodon squamosus (Schaeff.) Quél. 4.4
266. Sarcosphaera coronaria (Jacq.) J. Schröt. 2.2
267. Schizophyllum commune Fr. 2.6
268. Scutellinia barlae (Boud.) Maire 3.2
269. Scutellinia cejpii (Velen.) Svrček 2.7
270. Scutellinia crinita (Bull.) Lambotte 2.3
271. Scutellinia minor (Velen.) Svrcek 5.5
272. Scutellinia setosissima Le Gal 2.6
273. Sowerbyella fagicola J. Moravec 2.6 
274. Sowerbyella imperialis (Peck) Korf 2.6
275. Sparassis crispa (Wulfen) Fr. 2.3
276. Stereum subtomentosum Pouzar 2.6; 2.8
277. Strobilurus esculentus (Wulfen) Singer 1.2
278. Stropharia aeruginosa (Curtis) Quél. 2.3
279. Stropharia caerulea Kreisel 2.6; 2.7
280. Suillellus luridus (Schaeff.) Murrill 2.6; 2.7; 2.8; 5.2
281. Suillus granulatus (L.) Roussel 2.8; 4.2; 5.4
282. Suillus luteus (L.) Roussel 4.2
283. Suillus variegatus (Sw.) Richon & Roze 4.3
284. Tapinella atrotomentosa (Batsch) Šutara 2.4
285. Tarzetta catinus (Holmsk.) Korf & J.K. Rogers 2.8; 2.14
286. Terana coerulea (Lam.) Kuntze 3.1
287. Thelephora palmata (Scop.) Fr. 4.3
288. Trametes gibbosa (Pers.) Fr. 2.2
289. Trametes hirsuta (Wulfen) Lloyd 2.6
290. Trametes pubescens (Schumach.) Pilát 2.2; 2.6; 2.8
291. Trametes versicolor (L.) Lloyd 5.2
292. Trichia decipiens (Pers.) T. Macbr. var. decipiens 2.4
293. Trichia decipiens var. olivacea (Meyl.) Meyl. 2.6
294. Trichoglossum hirsutum (Pers.) Boud. 4.2; 4.3; 4.6
295. Tricholoma album (Schaeff.) P. Kumm. 2.8
296. Tricholoma bufonium (Pers.) Gil 1.1; 4.3; 5.1
297. Tricholoma equestre (L.) P. Kumm. 4.3
298. Tricholoma fulvum (Fr.) Bigeard & H. Guill. 4.6
299. Tricholoma imbricatum (Fr.) P. Kumm. 4.3; 4.4
300. Tricholoma pardinum (Pers.) Quél 2.4
301. Tricholoma portentosum (Fr.) Quél. 4.3
302. Tricholoma saponaceum (Fr.) P. Kumm. 1.1; 2.8
303. Tricholoma sciodes (Pers.) C. Martín 2.7
304. Tricholoma sulphureum (Bull.) P. Kumm. 2.8
305. Tricholomopsis rutilans (Schaeff.) Singer 1.1
306. Tubifera ferruginosa (Batsch) J.F. Gmel. 2.6
307. Xerocomellus chrysenteron (Bull.) Šutara 2.7
308. Xerocomellus pruinatus (Fr. & Hök) Šutara 2.7
309. Xerula melanotricha Dörfelt 2.8
310. Xerula pudens (Pers.) Singer 5.1
311. Xylaria hypoxylon (L.) Grev. 2.6

3.1. Descripción taxonómica comentada de las especies de interés

Phyllum Myxomycota

Cribraria purpurea Schrad (Figura 2).

Figura 2: Caracteres morfológicos de Cribraria purpurea. a. Esporocarpos maduros. b. Peridio. c. Gránulos del peridio. d. Capilicio. e. Esporas. Escala: 1 mm = a1, a2; 100 µm = b, d; 10 µm = c; 5 µm = e. Medio de montaje: Medio de Hoyer = b, c, d, e. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00356.

Figure 2: Morphological characters of Cribraria purpurea. a. mature sporocarps. b. Peridium. c. Peridium granules. d. Capillitium. e. Spores. Bar: 1 mm = a1, a2; 100 µm = b, d; 10 µm = c; 5 µm = e. Mounting medium: Hoyer’s medium = b, c, d, e. Photos: all from JACA-MICO-00356.

Material estudiado: Zona 2.4, sobre madera de Abies alba en descomposición, 25-X-2014, leg. J. Hernanz, JACA-MICO00356.

Esporocarpos gregarios, estipitados, de 1,3-3,3 mm de altura. Esporoteca globosa o subglobosa de 0,5-1,2 mm de diám. Copa peridial más oscura, de menos de la mitad de la esporoteca. Peridio de color rosa púrpura con abundantes gránulos del color rosa al púrpura violáceo, que se desgarra en forma de retículo irregular con grandes nudos planos. Estípite marrón oscuro, arrugado y con pliegues, de aproximadamente hasta 2/3 de la altura total del esporocarpo. Carece de columela. Esporas en masa de color púrpura. Plasmodio de color rojo-púrpura que tiñe fuertemente el sustrato.

Peridio a menudo con pliegues. Capilicio de color rosa salmón muy claro, casi hialino, en forma de red irregular con numerosos extremos libres. Esporas de color rosa pálido, otras algo más oscuras, púrpura violáceo al microscopio óptico, globosas, con verrugas muy finas, a veces unidas por finas crestas sin llegar a formar un verdadero retículo, de (5,4-)5,7-6,7(-7,4) µm diám., N = 150, Me = 6,2.

Observaciones: Especie otoñal de estrictos requerimientos ecológicos, que necesita cuerpos de madera grandes y fuertemente deteriorados, desarrollando colonias muy extensas ('Schnittler & Novozhilov, 1995). Parece estar asociada a coníferas de montaña en bosques viejos, oscuros y frescos con abundante madera en el suelo, de los cuales es un excelente representante el bosque de Turieto alto donde ha sido recolectado. Especie poco citada en España. Se distingue macroscópicamente de las especies más cercanas por tener un tamaño notablemente mayor y por su color (Poulain et al., 2011).

Phyllum Ascomycota

Dematioscypha richonis var. olivacea (Velen.) Huhtinen (Figura 3).

Figura 3: Caracteres morfológicos de Dematioscypha richonis var. olivacea. a. Apotecios en fresco. b. Excípulo ectal. c. Pelos. d. Ascas. e. Paráfisis. f. Ascosporas. Escala: 500 µm = a1; 200 µm = a2; 20 µm = b, c1-2, d1-2, e; 10 µm = f. Medio de montaje: H2O = b-d1, e, f; IKI = d2. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00184.

Figure 3: Morphological characters of Dematioscypha richonis var. olivacea. a. Fresh apothecia. b. Ectal excipulum. c. Hairs. d. Asci. e. Paraphyses. f. Ascospores. Bar: 500 µm = a1; 200 µm = a2; 20 µm = b, c1-2, d1-2, e; 10 µm = f. Mounting medium: H2O = b-d1, e, f; IKI = d2. Photos: All from JACA-MICO-00184.

Hyaloscypha olivacea Velen.

Material estudiado: Zona 2.6, sobre madera de Fagus sylvatica, 14-IX-2014, leg. F. Serrano, S. Tello, JACA-MICO-00184.

Apotecios cupuliformes, solitarios o gregarios, sésiles o muy cortamente estipitados, hasta de 0,3 mm de diam., marrones, con el borde cubierto de pelos.

Ascas cilíndrico-claviformes, unitunicadas, operculadas, octospóricas, inamiloides, sin uncínulo basal, de 45-49 × 6,7-7,1 µm, Me = 47 × 7 µm. Ascosporas biseriadas en la parte superior del asca, cilíndricas, rectas o ligeramente curvadas, lisas, hialinas, sin contenido lipídico (LBs) o con alguna pequeña gútula en los extremos, de (4,5-)5,2-7,9(-9,5) × (1,9-)2,1-2,6(-2,8) µm, Q = (2,1-)2,2-3,3(-3,9), N = 59, Me = 6,3 × 2,4 µm, Qe = 2,7. Paráfisis que no sobrepasan a las ascas, cilíndricas, a veces ramificadas, hialinas, no engrosadas en el ápice, con una anchura en el segmento superior de (0,9-)1,0-1,4(-1,5) µm, Me = 1,2 µm. Excípulo ectal compuesto por células marrones de textura prismatica de (8,8-)10,4-14,5(-15,5) × (4,2-)5,2-8,3(-9,5) µm. Pelos hialinos, aunque de apariencia marrón a causa de un exudado resinoso de ese color que los cubre, cilíndricos, septados, con el ápice redondeado, de (21-)33-80(-82) × (2,5-)2,7-3,6(-4,5) µm medidos en la base.

Observaciones: Se trata de un pequeño ascomicete que crece sobre madera en descomposición de planifolios tales como Alnus, Betula, Populus, Quercus y Salix, acompañado siempre de Haplographium Berk. & Broome, que se diferencia de Dematioscypha richonis (Boud.) Huhtinen var. richonis, en que está provista de uncínulo basal en las ascas, además de que el exudado de los pelos es rojizo cuando está seca (Huhtinen, 1987). En nuestra recolecta también estaba presente Haplographium, que parece ser su anamorfo, aunque el mismo no ha sido estudiado.Según Raitviír (2001), Dematioscypha galanii Raitv. es una especie muy similar, pero difiere porque en D. galanii el pigmento marrón del excípulo ectal no se encuentra en las paredes de las células, sino en el interior. También tiene dos tipos de pelos, lo que no sucede en D. richonis var. olivacea, además de tener el poro apical de las ascas amiloide, medidas superiores en ascas y ascosporas y crecer en madera de coníferas, sin estar acompañada de Haplographium.

Encoeliopsis rhododendri (Ces.) Nannf (Figura 4).

Figura 4: Caracteres morfológicos de Encoeliopsis rhododendri. a. Apotecios en fresco. b. Sección transversal del apotecio. c. Excípulo ectal en la base. d. Células marginales. e. Subhimenio y excípulo medular. f. Ascas. g. Paráfisis. h. Ascosporas. Escala: 3 mm = a1-3; 200 µm = b; 100 µm = d; 20 µm = c, e, f1-2, g; 10 µm = h. Medio de montaje: H2O = b-f1, g, h; IKI = f2. Fotos: MICO-00609 = a1-2, b-h; material no disponible = a3.

Figure 4: Morphological characters of Encoeliopsis rhododendri. a. Fresh apothecia. b. Apothecial cross section. c.. Ectal excipulum at base. d. Marginal cells. e. Subhymenium and medullary excipulum.f. Asci. g. Paraphyses. h. Ascospores. Bar: 3 mm = a1-3; 200 µm = b; 100 µm = d; 20 µm = c, e, f1-2, g; 10 µm = h. Mounting medium: H2O = b-f1, g, h; IKI = f2. Photos: JACA-MICO-00609= a1-2, b-h; material not available = a3.

Peziza rhododendri Ces.

Niptera rhododendri (Ces.) De Not.

Velutaria rhododendri (Ces.) Rehm.

Cenangella rhododendri (Ces.) Rehm.

Material estudiado: Sobre frutos de Rhododendron ferrugineum. Zona 2.11, 7-X-2014, leg. J. Hernanz. Material no disponible. Zona 2.15, 27-VIII-2015, leg. M.A. Ribes, J. Hernanz, JACA-MICO-00604. HUESCA, Bielsa, Pineta, Forato la Peña, 30TBH6921, 1.800 m, 9-IX-2015, leg. A. Lorenzo, J. Hernanz, JACA-MICO-00605.

Material adicional estudiado: HUESCA, Aísa, Puerto de Somport, 30TYN0240, 1.600 m, 4-IX-2015, leg. J. Hernanz, JACA-MICO-00607. HUESCA, Bielsa, Lago de Urdiceto, 31TBH7627, 2.460 m, 2-IX-2014, leg. J. Hernanz, JACA-MICO-00608. FRANCIA, Hautes-Pyrénées, Aragnouet, Estación Invernal Piau-Engaly, 31TBH6640 1.900 m, 28-VIII-2014, leg. M.A. Ribes, F. Pancorbo, J. Hernanz, JACA-MICO-00609.

Apotecios de 1-3 mm de diám., algunos gregarios y otros en pequeños grupos. Sin estípite. Se abren y cierran en función del grado de humedad. Cuando están cerrados son comprimidos lateralmente y cuando están abiertos tienen perfil cupuliforme e himenio cóncavo en ejemplares jóvenes y más discoide con himenio casi plano en apotecios bien desarrollados. Color marrón, a veces con tonos verdosos en el himenio y en la cara externa, más claro en el margen.

Ascas claviformes provistas de uncínulo basal, con ocho ascosporas dispuestas en dos filas, inoperculadas, inamiloides, con aparato apical no visible, de medidas en vivo de (58,8-)71,5-90,6(-99,6) × (8,7-)9,7-12,7(-15) µm, Q = (5,4-)6,4-8,2(-9,1), N = 30, Me = 82,3 × 11,6 µm, Qe = 7,2. Ascosporas hialinas, elipsoide- baciliformes, generalmente algo curvadas, con un septo central, de JACA-MICO-00604: (16,3-)18,1-21,1(-21,7) × (3,8-)4,5-5,0(-5,5) µm, Q = (3,1-)3,7-4,6(-4,9), N = 39, Me = 19,3 × 4,8 µm, Qe = 4,1. JACA-MICO-00607: (16,6-)18,2-21,5(-22,9) × (4,5-)4,9-5,6(-6,0) µm, Q = (2,8-)3,3-4,3(-4,6), N = 48, Me = 19,8 × 5,3 µm , Qe = 3,8.

JACA-MICO-00609: (14,2-)15,9-19,5(-21,3) × (4,1-)4,5-5,2(-5,4) µm, Q = (2,8-)3,2-4,1(-4,9), N = 81, Me = 17,3 × 4,8 µm, Qe = 3,6. JACA-MICO-00605: (13,6-)16,9-23,0(-27,5) × (3,7-)4,8-5,7(-6,7) µm, Q = (2,7-)3,0-4,7(-6,8), N = 100, Me = 19,7 × 5,2 µm, Qe = 3,8.

Ocasionalmente algunas ascosporas pueden tener dos o tres septos. Paráfisis filiformes, con tendencia a curvarse, y ápice ensanchado y con contenido marrón. Excípulo medular con textura intricata, subhialino con tonos marrones. Excípulo ectal con textura globulosa, compuesto por células subhialinas. Tanto las paráfisis como las células del excípulo ectal están rodeadas de una materia amorfa de color marrón oscuro que vira a gris verdoso en contacto con KOH. Margen compuesto por pelos hifoides hialinos moniliformes.

Observaciones: Especie cuyo hábitat son las cápsulas del año anterior de Rhododendron ferrugineum, que continúan unidas a la planta sin caer. La especie es reviviscente o xerotolerante, de otro modo no podría sobrevivir en un hábitat tan expuesto a la sequedad. Macroscópicamente está bien caracterizada por su hábitat, su color y su forma

En el mismo hábitat crece Crocicreas rhododendri Cheype ad int., pero los apotecios de esta última tienen un largo estípite. Microscópicamente se distingue bien por sus ascosporas mayoritariamente con un septo central. Las medidas esporales tomadas en nuestras distintas recolectas son bastante variables. El ejemplar de mayor madurez, en el cual se han encontrado algunas ascosporas de dos y tres septos y también algunas comenzando a germinar, presenta unas medidas algo mayores que el resto y bastante parecidas a las realizadas por Dougoud (2008): (14,9-)17-22(-24,8) × 4,3-5,6 μm ; X = 19,8 × 4,9 μm; Q = 4 (n = 50 en agua), también se observa en estas medidas una mayor dispersión. Las mediciones esporales del resto de colecciones presentan menores tamaños, pero todavía sensiblemente mayores que las recopiladas en publicaciones anteriores por Dougoud (2008), probablemente debido a los distintos estados de maduración de cada una y a las condiciones del material al realizar las mediciones. La maduración sucesiva de los ascos en esta especie no permite evaluar fácilmente su estado de maduración (Dougoud, 2008). Especie poco citada, pero que sin embargo no parece rara en su hábitat; en los meses de agosto y septiembre la hemos encontrado en la mayoría de las poblaciones de R. ferrugineum que hemos prospectado. En la bibliografía consultada no hemos encontrado ninguna cita anterior en España.

Genea vagans Mattir (Figura 5).

Figura 5: Caracteres morfológicos de Genea vagans. a1. Ascomas en fresco. a2. Sección transversal del ascoma. b1. Sección en el margen. b2. Sección del epitecio. c. Ascosporas. Escala: 5 mm = a1; 750 µm = a2; 45 µm = b1; 10 µm = b2, c. Medio de montaje: H2O = b1-c. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00241.

Figure 5: Morphological characters of Genea vagans. a1. Fresh ascomata. a2. Ascomatal cross section. b1. Margin section. b2. Epithecial section. c. Ascospores. Bar: 5 mm = a1; 750 µm = a2; 45 µm = b1; 10 µm = b2, c. Mounting medium: H2O = b1-c. Photos: all from JACA-MICO-00241.

Material estudiado: Zona 4.1, bajo Corylus avellana, 8-X-2014, leg. F. Serrano, F. Cervera, JACA-MICO-00241, duplo en IC08101401.

Ascomas pequeños, hipogeos, de 1-1,2 cm de diám., subglobosos, a veces ligeramente lobulados, con un poro apical y un mechón de pelos pardos en la base. Superficie de color negro, finamente verrucosa, recubierto de pequeñas verrugas poligonales planas. Gleba con una sola cavidad o raramente dividida, forrada con un epitecio negro, similar a la superficie. Peridio de color gris pálido y de olor suave.

Ascas cilíndricas y octospóricas, de 210-225 × 22-28 μm, con un pedúnculo de 20-30 μm. Ascosporas elípticas, hialinas, de (29,7-)31,2-38,4(-40,9) × (27,1-)27,1-30,2(-31,5) μm, Q = (1,0-)1,2-1,3(-1,4), N = 65, Me = 34,6 × 28,4, Qe = 1,3, recubiertas de verrugas cónico-truncadas de 5-8 × 3-4 μm. Paráfisis filiformes, septadas, de 2,5-3,7 μm.

Observaciones: Mattirolo recolectó esta especie en los bosques de Vallombrosa en 1899, mencionando en la descripción original las localizaciones de Bresadola en Trento (1897) y de Bucholtz en Moscú (1899). Es una especie muy enigmática y mal interpretada por la mayoria de los autores: Ceruti (1960) le otorga unas esporas de 35-38 × 27-28 μm; Lawrynowicz (1988) de 31-38 × 27-28 μm; Montecchi & Sarasini (2000) en su clave de este género, indican que posee esporas más pequeñas, de 18-22 μm, que no concuerda con el material que uno de nosotros (I.P.) hemos podido estudiar del herbario de Torino de la colección de Mattirolo. En estos tres últimos años estamos elaborando una revisión europea de este género y frecuentemente encontramos en los herbarios esta especie confundida con Genea anthracina Heblack & Stewart,una especie americana recolectada enMinnesota; se trata también de una especie de dimensiones pequeñas, de color negro, con una sola cavidad basal, pero con las esporas de menor tamaño, 22-26 × 18-20 μm, decoradas con verrugas subglobosas, irregulares y a veces truncadas; también con Genea pinicola V. Kaounas, J. Cabero & F. García, especie de color claro, inicialmente amarillenta, después pardo amarillenta, que generalmente también posee una sola cavidad basal (los autores de esta especie la asocian a Pinus, pero nosotros tenemos numerosas recolecciones bajo Quercus), con esporas de 26-29 × 17-20 μm, decoradas con verrugas cónicas pequeñas de 1-3 μm de alto. Semejante también externamente en forma y color a G. sphaerica Tul. & C. Tul.Las diferencias más notables con G. vagans se encuentran en que G. sphaerica se caracteriza por tenerlas esporas anchamente elípticas o subesféricas, de 20-25 × 18-20 μm, recubiertas de densas y finas verrugas de 0,5-1,5 μm de altura, truncadas o peniciladas en el extremo y una cavidad basal con numerosos pliegues.

Gyromitra martinii Donadini & Astier (Figura 6).

Figura 6: Caracteres morfológicos de Gyromitra martinii. a. Apotecios en fresco. b. Sección transversal del apotecio. b1. Sección en el margen. b2. Sección en el himenio-subhimenio. b3. Sección en la base c. Excípulo medular. d. Excípulo ectal. e. Células marginales. f. Paráfisis. g. Ascas. h. Ascosporas. Escala: 50 mm = a; 500 µm = b1-3; 200 µm = e; 100 µm = c, d; 50 µm = f, g; 20 µm = h. Medio de montaje: H2O = b-g, h1; Azul de metileno = h2. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00390.

Figure 6: Morphological characters of Gyromitra martinii. a. Fresh apothecia. b. Apothecial cross section. b1. Section at margin. b2. Section showing hymenial zone. b3. Section at base c. Medullary excipulum. d. Ectal excipulum. e. Margin cells. f. Paraphyses. g. Asci. h. Ascospores. Bar: 50 mm = a; 500 µm = b1-3; 200 µm = e; 100 µm = c, d; 50 µm = f, g; 20 µm = h. Mounting medium: H2O = b-g, h1; Methylene blue = h2. Photos: all from JACA-MICO-00390.

Discina martinii (Donadini & Astier) Donadini & Astier.

Material estudiado: Zona 5.2, sobre madera descompuesta y enterrada de Corylus avellana, 3-V-2014, leg. F. Barrajón, JACA-MICO-00390, duplo en MAR-030514.

Apotecios cupuliformes a discoides, de 50 a 80 mm de diám., cortamente estipitados (3-5 mm de largo), con la superficie del himenio irregular, con protuberancias o pliegues, más hundido en el centro, de color marrón claro. Exterior casi blanco y ligeramente furfuráceo. Carne blanquecina sin olor ni sabor apreciable.

Ascas cilíndricas, operculadas, octospóricas, uniseriadas, ápice redondeado, inamiloides, sinuosas a bifurcadas en la base, de (474-)496-578(-606) × (18,2-)21,0-25,8(-32,4) µm, Me = 525 × 23,5 µm. Ascosporas estrechamente elipsoidales, ligeramente fusiformes y en ocasiones ligeramente asimétricas, con pequeños apéndices digitiformes a planos en los extremos, una gútula central grande y dos más pequeñas cercanas a los extremos, ornamentadas con un denso y poco marcado retículo visible en CRB, de (31,4-)33,8-38,3(-41,4) × (11,7-)12,5-13,9(-14,5) μm, Q = (2,3-)2,6-3,0(-3,2), N = 81, Me = 36,3 × 13,2 μm, Qe = 2,8. Paráfisis cilíndricas, septadas, con pigmentación vacuolar de color pardo, más abundante en el artículo terminal y ligeramente engrosadas en el ápice, de (8,2-)8,9-10,7(-11,5) µm, Me = 9,8 µm de ancho. Excípulo ectal, medular y subhimenio hialino a pardo clarocon textura intricata, subhimenio más laxo y claro. Presencia de pequeñas hifas terminales marginales cilíndrico-subclaviformes, septadas, con pigmentación marrón claro.

Observaciones: Se tratade una especie descrita en 1970, que ha pasado bastante desapercibida y que en Europa se ha citado siempre en el sur. Nuestra recolecta presenta esporas mayores que las de la recolecta francesa realizada por Nicolas Van Vooren sobre un tronco muerto de haya (Fagus sylvatica), (27,5-)29-30,3-32(-33) × (13-)14-14,6-15,2(-16) µm, Q = 1,9-2,1-2,3 y son más coincidentes con las de la recolecta española realizada por Alberto Román en Asturias sobre restos de avellano (Corylus avellana), 31,5-36,5(-38) × 12-15 µm (Van Vooren, 2015). La colección de Enrique Rubio sobre restos de madera de haya, también de Asturias, presenta medidas esporales similares a la nuestra, de 29,1-37 × 13,6-15,9 µm, Q = 2,12-2,44 (Rubio, 2010), así como las de Peric (2000), de (30-)31-39,5 × 12-15,5 µm. Nuestras ascas presentan mayor longitud que las indicadas por el primer autor, 420-480 × 20-23 µm y por el segundo, 450 × 18-20 µm, sin embargo se aproximan mucho a las medidas indicadas por el tercero, (480-)500-580(-600) × 18-20 µm. Esta especie, del subgénero Caroliniana Abbott, sección Parmae Van Vooren, en la que se sitúan las especies sésiles o subestipitadas, de esporas reticuladas o subreticuladas, con apículos formados por verrugas espinosas, se separa de la especie más próxima, G. parma (J. Breitenb. & Maas Geest.) Kotl. & Pouzar, en que esta última tiene esporas más cortas, menores de 33 µm (26-28,5 × 13-14,5 µm), con un retículo completo y apículas espinosas más prominentes, además de una distribución más amplia (Van Vooren & Moreau, 2009). La presencia frecuente de G. parma en bosques de haya, así como el hecho de que las especies de este género tardan mucho en madurar, hace que sea difícil distinguir claramente las dos especies en sus estadios iniciales, e incluso algunas recolectas inmaduras de G. parma pueden haber sido identificadas como G. martinii, lo que ha llevado al menos a Baute (2006) a sugerir que no se puede excluir la hipótesis de una posible sinonimia. La distribución conocida sigue una línea más o menos recta desde el norte de España a Montenegro, pasando por los Pirineos franceses, los alrededores de Marsella (la recolecta original) y Pescara (Italia) (Van Vooren, 2015). Aunque la mayoría de la literatura asocia esta especie al haya, ya hay varias recolectas sobre avellano, como mencionábamos antes.

Hymenoscyphus lutescens (Hedw.) W. Phillips (Figura 7).

Figura 7: Caracteres morfológicos de Hymenoscyphus lutescens. a. Apotecios en fresco. b. Sección transversal del apotecio. c. Vista exterior del apotecio. d. Excípulo ectal. d1-2. Sección transversal. d3. Vista exterior. e. Excípulo medular. f. Paráfisis. g. Ascosporas. Escala: 3 mm = a; 200 µm = b; 50 µm = c; 20 µm = d1-3, e, f; 10 µm = g. Medio de montaje: H2O = b-g. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00393.

Figure 7: Morphological characters of Hymenoscyphus lutescens. a. Fresh apothecia. b. Apothecial cross section. c. Apothecial outer surface. d. Ectal excipulum. d1-2. Cross section. d3. Outer view. e. Medullar excipulum. f. Paraphyses. g. Ascospores. Bar: 3 mm = a; 200 µm = b; 50 µm = c; 20 µm = d1-3, e, f; 10 µm = g. Mounting medium: H2O = b-g. Photos: all from JACA-MICO-00393.

Material estudiado: Zona 4.3, sobre piña de Pinus sylvestris, 9-X-2014, leg. J.F. Mateo, J.C. Campos, JACA-MICO-00393, duplo en MAR091014.

Apotecios de 2-2,5 mm de diám., cupuliformes, estipitados, con el himenio cóncavo en ejemplares jóvenes a casi plano al madurar, de color amarillo cremoso, margen diferenciado. Estípite corto y grueso, ligeramente más oscuro.

Ascas con 8 ascosporas, inoperculadas, euamiloides y con uncínulo basal. Ascosporas cilíndrico - elipsoidales, ligeramente heteropolares, con 2 cuerpos lipídicos (LBs) más o menos grandes y algunos más pequeños, con un septo en la madurez, de (11,7-)13,4-17,4(-20,3) × (3,5-)3,8-4,7(-4,9) µm, Q = (2,9-)3,2-4,0(-4,8), N = 69, Me = 15,4 × 4,3 µm, Qe = 3,6. Paráfisis cilíndricas llenas de cuerpos vacuolares (VBs) de tamaño mediano. Excípulo medular amarillento con textura intricata. Excípulo ectal hialino con textura angularis y con la capa externa con pigmentación marrón y gútulas de tamaño mediano.

Observaciones: Hymenoscyphus lutescens es una especie muy similar a H. epiphyllus (Pers.) Kauffman, que tiene ascosporas mayores (14-22 × 3,5-6 µm) y los LBs más grandes, así como un color normalmente más intenso (Baral, com. personal). Las medidas esporales de nuestra recolecta son algo mayores que las indicadas por Wang (2005) y Dogan & Aktas (2010) y se aproximan mucho más a las indicadas por Baral & Marson (2005), 11-20 × 3,5-4,5 µm. El primer autor no especifica si el estudio se realizó con material vivo y el segundo detalla que el estudio se realizó aplicando los reactivos convencionales (IKI, KOH al 5% y azul de algodón), por lo que probablemente las diferencias en las medidas esporales se deban a la diferente metodología de estudio y al grado de vitalidad de éstas.

Hymenoscyphus serotinus (Pers.) W. Phillips (Figura 8).

Figura 8: Caracteres morfológicos de Hymenoscyphus serotinus. a. Apotecios en fresco. a1. Apotecios in situ el día de la recolecta. a2-3. Apotecios tras 18 días de conservación en cámara húmeda b. Sección transversal del apotecio. c. Margen. d. Pelos del margen y el flanco alto. e. Excípulo ectal en la base y el flanco bajo. f. Capa externa de células prismáticas oscuras. g. Paráfisis. h. Ascosporas. i. Capa externa de células rizadas. Escala: 5 mm = a1-3; 50 µm = b, c, i1, e; 20 µm = d, f1-2, g, h, i2. Medio de montaje: H2O = b-f, h, i1; CRB = g; IKI = i2. Fotos: JACA-MICO-00475 = a-h; JACA-MICO-00394 = i.

Figure 8: Morphological characters of Hymenoscyphus serotinus. a. Fresh apothecia. a1. Apothecia in situ when collected. a2-3. Apothecia after 18 days in wet chamber conservation b. Apothecial cross section. c. Margin. d. Margin and upper flank hairs. e. Ectal excipulum at base and down flank. f. Outer layer of dark prismatic cells. g. Paraphyses. h. Ascospores. i. Outer layer of curly cells. Bar: 5 mm = a1-3; 50 µm = b, c, i1, e; 20 µm = d, f1-2, g, h, i2. Mounting medium: H2O = b-f, h, i1; CRB = g; IKI = i2. Photos: JACA-MICO-00475 = a-h; JACA-MICO-00394 = i.

Material estudiado: Zona 2.4, sobre rama en descomposición de Fagus sylvatica, 2-X-2014, leg. J. Hernanz, JACA-MICO-00394, duplo en MAR021014-01. Ibidem, sobre rama en descomposición de Fagus sylvatica, 10-X-2014, leg. F. Pancorbo, JACA-MICO-00475, duplo en MAR101014-98.

Recolecta JACA-MICO-00394 de 2-X-2014: Apotecios profundamente cupuliformes y estipitados, de color amarillo pálido, tanto en el himenio como en el exterior, incluso después de 19 días de conservación en el frigorífico.

Ascas cilíndricas, octospóricas, biseriadas, inoperculadas, euamiloides y con uncínulo basal. Ascosporas alantoides, heteropolares, con un extremo romo y el otro acuminado, llenas de pequeños cuerpos lipídicos (LBs), excepto en una pequeña zona central, de (17,7-)19,3-25,9(-27,4) × (3,0-)3,4-4,0(-4,4) µm, Q = (4,7-)5,1-7,4(-8,0), N = 52, Me = 22,4 × 3,7 µm, Qe = 6,1. Paráfisis filiformes, septadas, no engrosadas en el ápice, que no llegan al nivel de las ascas, completamente llenas de cuerpos vacuolares (VBs) de tamaño relativamente grandes de color amarillo pálido. Excípulo ectal con textura prismatica y con la capa externa formada por células cilíndricas en forma de pelos mayoritariamente rizados con pequeñas gútulas en el interior.

Recolecta JACA-MICO-00475 de 10-X-2014: Apotecios con las mismas características que la colección anterior in situ, pero que 18 días más tarde tras la conservación en el frigorífico, la superficie externa se encuentra cubierta con líneas radiales de color gris-marrón oscuro.

Ascas con las mismas características, de (96-)113-136(-140) × (7,3-)7,7-9,1(-9,7) µm, Me = 123 × 8,4 µm. Ascosporas con las mismas características, algo más largas y más estrechas, de (17,9-)19,9-26,0(-29,1) × (2,7-)3,1-3,7(-4,0) µm, Q = (5,4-)5,8-7,5(10,1), N = 72, Me = 22,8 × 3,4 µm, Qe = 6,7. Paráfisis con las mismas características. Excípulo ectal con textura prismatica y con pelos hialinos perpendiculares, que tras 18 días de conservación en el frigorífico se ha cubierto por una capa externa de textura prismatica paralela a la superficie, con pigmentación marrón, de pared gruesa, haciéndose más subglobosa hacia la base del apotecio.

Observaciones: Presentamos estas dos colecciones con caracteres macroscópicos y microscópicos perfectamente compatibles con la especie, que sin embargo presentan una extraña característica por la presencia de pelos o hifas terminales, rizados en la primera colección y rectos en la segunda, además del oscurecimiento radial externo en la segunda y que se traduce microscópicamente en un córtex oscuro que cubre el excípulo ectal. En cuanto a la presencia de pelos, es algo extraño que puede deberse a las condiciones de humedad durante su conservación, si bien los de una recolecta son rectos y los de la otra rizados. En cuanto a la capa oscura de la segunda recolecta probablemente pertenezca al propio hongo, podría tratarse del moho negro presente normalmente en la base del estípite de esta especie, y seguramente se produciría en cultivo puro a partir de las ascosporas (Baral, com. personal). Se trata de una especie relativamente fácil de identificar por sus esporas claramente escutuloides, fuertemente curvadas y con abundancia de LBs y su hábitat lignícola sobre Fagus. Hymenoscyphus calyculus (Sowerby) W. Phillips, quizá la especie más parecida, tiene esporas subescutuloides a fusiformes y con más abundancia de LBs. Hymenoscyphus lutescens, como hemos visto anteriormente, tiene esporas menores y no curvadas (Baral & Marson, 2005).

Lasiobolus intermedius J.L. Bezerra & Kimbr (Figura 9).

Figura 9: Caracteres morfológicos de Lasiobolus intermedius. a. Apotecios en fresco. b. Sección transversal del apotecio. c. Excípulo ectal, medular y células marginales en sección transversal. d. Células marginales en vista exterior. e. Pelos. f. Hifas de anclaje. g. Ascosporas. Escala: 1 mm = a; 200 µm = b, e; 100 µm = c; 50 µm = d; 20 µm = f; 10 µm = g. Medio de montaje: H2O = b-f, g1; Azul de metileno = g2. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00395.

Figure 9: Morphological characters of Lasiobolus intermedius. a. Fresh apothecia. b. Apothecial cross section. c. Cross section of ectal and medullary excipuli and margin cells. d. Outer view of margin cells. e. Hairs. f. Anchorage hyphae. g. Ascospores. Bar: 1 mm = a; 200 µm = b, e; 100 µm = c; 50 µm = d; 20 µm = f; 10 µm = g. Mounting medium: H2O = b-f, g1; Methylene blue= g2. Photos: all from MICO-00395.

Material estudiado: Zona 2.6, sobre heces de jabalí, 1-V-2014, leg. M.A. Ribes, JACA-MICO-00395, duplo en MAR010514-11.

Apotecios gregarios de 400-650 µm, Me = 500 µm de diám., turbinados a pulvinados. Himenio liso a ligeramente cóncavo, de color amarillo pálido, margen regular y no diferenciado. Exterior concoloro y cubierto de pelos hialinos, tanto en el borde como en la base.

Ascas cilíndricas, octospóricas, uniseriadas, con el ápice en ocasiones ligeramente aplanado-truncado e inamiloide, de (168-)175-206(-220) × (11,5-)12,2-15,2(-15,6) µm, Me = 189 × 13,8 µm. Ascosporas elipsoidales redondeadas en los extremos, hialinas, sin gútulas, lisas a muy ligeramente ornamentadas en azul de algodón, de (12,4-)13,8-16,3(-17,4) × (7,9-)8,9-10,5(-10,9) μm, Q = (1,4-)1,5-1,6(-1,7), N = 56, Me = 15,0 × 9,7 μm, Qe = 1,5. Paráfisis hialinas, cilíndrico-filiformes, septadas y frecuentemente bifurcadas cerca del ápice. Subhimenio prácticamente inexistente. Excípulo medular con textura intricata. Excípulo ectal con textura angularis-prismatica en vista transversal, frecuentemente con contornos irregulares, convirtiéndose en textura epidermoidea, mucho más clara en vista frontal. Pelos superficiales que parten de la base y los lados del apotecio, hialinos, no septados, de paredes gruesas, anchos en la base y terminados en punta en el ápice, de (268-)323-630(-676) × (17,4-)23,9-38,0(-51,3) μm, Me = 450 × 30,9 µm. Hifas de anclaje subhialinas a pardo claro, de paredes gruesas, no septadas ni ramificadas.

Observaciones: Lasibolus intermedius se caracteriza por sus ascas cilíndricas con 8 ascosporas uniseriadas menores de 20 µm y pelos subventricosos en la base. La especie más cercana es L. microsporus J.L. Bezerra & Kimbrough, con ascosporas menores, de 9-11 × 6,6-8,0 µm. El epíteto intermedius hace referencia al tamaño intermedio de sus ascosporas, que están entre las grandes de L. ciliatus (Berk.) Sacc. y L. diversisporus (Fuckel) Sacc. y las pequeñas de L. microsporus y L. trichoboloides S.R. Khan & J.L. Bezerra, y probablemente se ha confundido frecuentemente con la primera. Se ha citado sobre excrementos de alce, caballo, ciervo, opossum, oveja, buey almizclero y puercoespín (Bezerra & Kimbrough, 1975). Más recientemente, siguiendo las claves del trabajo de Häffner (1996) y de Prokhorov (1998), llegamos claramente a la misma especie por sus ascas con 8 ascosporas mayores de 11 µm pero menores de 20 µm de largo y los pelos ventricosos.

Lentomitella cirrhosa (Pers.) Réblová (Figura 10).

Figura 10: Caracteres morfológicos de Lentomitella cirrhosa. a. Peritecios en fresco. a1. Peritecio en el sustrato. a2. Peritecio en montaje de estudio. b. Ascosporas. c. Ascas. c1. Ascas completas. c2. Ápice de las ascas. d. Hifas. Escala: 500 µm = a1; 200 µm = a2; 20 µm = c, d; 10 µm = b. Medio de montaje: H2O = a2, b, c1, d; IKI = c2. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00185.

Figure 10: Morphological characters of Lentomitella cirrhosa. a. Fresh perithecia. a1. Perithecia. a2. Perithecium mounted for study. b. Ascospores. c. Asci. c1. Full asci. c2. Ascal apex. d. Hyphae. Bar: 500 µm = a1; 200 µm = a2; 20 µm = c, d; 10 µm = b. Mounting medium: H2O = a2, b, c1, d; IKI = c2. Photos: all from JACA-MICO-00185.

Sphaeria cirrhosa Pers.

Ceratostoma cirrhosum (Pers.) Fuckel.

Cerastoma cirrhosum (Pers.) Quél.

Ceratostomella cirrhosa (Pers.) Sacc.

Amphitrichum cirhosum (Pers.) Kuntze.

Endoxyla cirrhosa (Pers.) E. Müll. & Arx.

Material estudiado: Zona 2.6, sobre madera de Fagus sylvatica, 14-IX-2014, leg. F. Serrano, S. Tello, JACA-MICO-00185.

Peritecios inmersos o semiinmersos en la madera, negros, solitarios o gregarios, globosos o subglobosos de 350-400 µm, cubiertos por una abundante capa de hifas, con el cuello hasta 300 µm de largo y 110-140 µm de ancho.

Hifas marrones, septadas, de (2,3-)2,5-3,9(-4,4) µm, Me = 3,0 µm de ancho. Ascas cilíndrico-claviformes, unitunicadas, con el ápice truncado o ampliamente redondeado y el poro apical refringente inamiloide, octospóricas, sin uncínulo basal, de (66-)67-85(-92) × (7,3-)7,9-9,2(-9,8) µm, Me = 75 × 8,5 µm. Ascosporas elipsoidales, oblicuamente uniseriadas, hialinas, de (8,3-)8,6-9,9(-10,5) × (3,2-)3,4-4,0(-4,2) µm, Q = (2,0-)2,3-2,8(-3,1), N = 44, Me = 9,29 × 3,72 µm, Qe = 2,5, con numerosas pequeñas gútulas en su interior y un septo transversal poco visible, no constreñidas en el septo y ornamentadas con algunas estrías longitudinales muy difíciles de apreciar al microscopio óptico.

Observaciones: Lentomitella cirrhosa es un pyrenomicete que crece sobre madera en descomposición, que se caracteriza por sus peritecios de cuello largo surcados en la parte superior y por sus ascosporas elipsoidales estriadas longitudinalmente, con un septo transversal o inusualmente hasta con tres septos (Réblová, 2006). En nuestra recolecta los peritecios tienen el cuello más corto, hasta 300 µm frente a 300-900 µm indicado por Réblová (2006). Lentomitella crinigera (Cooke) Réblová es una especie muy similar con las mismas preferencias en el hábitat, que podemos diferenciar de L. cirrhosa porque ésta tiene peritecios y ascas más pequeñas y las ascosporas de menor longitud (Réblová, 2006).

Neobarya parasitica (Fuckel) Lowen. Figura 11.

Figura 11: Caracteres morfológicos de Neobarya parasitica. a. Peritecios en fresco. a1, a2. Peritecios en el sustrato natural. a3. Peritecio en montaje de estudio. a4. Vista frontal de la mitad superior del peritecio. b. Pared del peritecio en vista frontal. c. Ascas. c1. Ascas al completo. c2. Base de las ascas. c3, c4. Ápice de las ascas. d. Ascosporas. e. Anamorfo. Conidióforos y conidios. f. Anamorfo. Conidios. Escala: 200 µm = a1, a2, a3; 50= a3, c1; 20 µm = b, c3, c4, d, e, f; 10 µm = c. Medio de montaje: H2O = a3, a4, b, c1, c2, e, f; IKI = d; rojo congo SDS = d. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00188.

Figure 11: Morphological characters of Neobarya parasitica. a. Fresh perithecia. a1, a2. Perithecia on natural substrate. a3. Perithecia mounted for study. a4. Upper half of a perithecium in front view. b. Perithecial wall in front view. c. Asci. c1. Entire asci. c2. Ascal base. c3, c4. Ascal apices. d. Ascospores. e. Anamorph. Coniophores and conidia. f. Anamorph. Conidia. Bar: 200 µm = a1, a2, a3; 50= a3, c1; 20 µm = b, c3, c4, d, e, f; 10 µm = c. Mounting medium: H2O = a3, a4, b, c1, c2, e, f; IKI = d; Congo Red SDS = d. Photos: all from JACA-MICO-00188.

Barya parasitica Fuckel.

Material estudiado: Zona 5.2, sobre ascomas de Bertia moriformis,15-IX-2014, leg. F. Serrano, S. Tello, F. Cervera, JACA-MICO-00188.

Peritecios de color verdoso, gregarios en grupos hasta de 17 ejemplares, de 373-430 µm de alto y 238-295 µm de ancho, que se colapsan lateralmente cuando se secan, creciendo encima de un subículo blanco sobre ascomas viejos de Bertia moriformis (Tode) De Not.

Pared peritecial en vista frontal compuesta por células más o menos de textura prismatica, de (5,2-)6,9-10,5(-10,8) × (2,9-)3,1-4,9(-5,6) µm. Ascas cilíndricas, unitunicadas, algo más anchas en su parte central, octospóricas, con el ápice engrosado y un poro apical bien visible inamiloide que lo atraviesa por el centro, con uncínulo basal, de (149-)152-181(-187) × (5,5-)6,1-6,9(-7,0) µm. Ascosporas filiformes, hialinas, no septadas, con algunas pequeñas gútulas en su interior, de (100-)101-117(-118) × (1,8-)1,8-2,2(-2,3) µm, Q = (48-)­49-61,9(-62,4), N = 13, Me = 109 × 2,0 µm, Qe = 54, medidas en rojo congo SDS.

Observaciones: Neobarya parasitica se caracteriza por sus peritecios verdosos y por crecer principalmente sobre Bertia moriformis, (Candoussau, et al., 2007). Las medidas esporales de 150-200 × 3,0-4,5 µm mostradas por Candoussau, et al. (2007), son notablemente superiores a las de nuestra recolecta. Esto es debido a que en nuestro caso las esporas aún no están lo suficientemente maduras, además de que por problemas de visualización, las medidas se han tomado sobre unas muestras montadas en rojo congo SDS, un colorante letal para las esporas y esto reduce considerablemente las medidas de las mismas (Baral, 1992). Los peritecios conviven con conidióforos aculeados de 37-45 µm de longitud y 2,3-3,8 µm de anchura y conidios subcilíndricos, hialinos, con un septo transversal a veces poco visible, ligeramente constreñidos en el septo, de (10,7-)13,0-17,2(-18,4) × (3,8-)4,4-5,5(-5,9) µm, que encajan perfectamente con lo que Candoussau et al. (2007) nombra como su anamorfo, que es algo similar a Lecanicillium lecanii (Zimmerm.) Zare & W. Gams.

Peziza obtusapiculata J. Moravec (Figura 12).

Figura 12: Caracteres morfológicos de Peziza obtusapiculata. a. Apotecios en fresco. b. Sección transversal del apotecio. c. Himenio, subhimenio y excípulo medular. d. Excípulo medular. d1. Excípulo medular en la base y el flanco. d2. Excípulo medular en capas más profundas. e. Margen. f. Reacción del anillo apical del asca en KOH + IKI. g. Paráfisis. h. Ascosporas. Escala: 5 mm = a; 500 µm = b; 200 µm = c; 100 µm = d1-2, e; 20 µm = f, g, h1-2. Medio de montaje: H2O = b-e, h1; KOH + IKI = f; IKI = g; Azul de metileno = h2. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00050.

Figure 12: Morphological characters of Peziza obtusapiculata a. Fresh apothecia. b. Apothecia cross section. c. Hymenium, subhymenium and medullary excipulum. d. Medullary excipulum. d1. Medullary excipulum at base and flank. d2. Medullary excipulum in deeper layers e. Margin. f. Ascal apical ring reaction in KOH + IKI. g. Paraphyses. h. Ascospores. Bar: 5 mm = a; 500 µm = b; 200 µm = c; 100 µm = d1-2, e; 20 µm = f, g, h1-2. Mounting medium: H2O = b-e, h1; KOH + IKI = f; IKI = g; Methylene blue= h2. Photos: all from JACA-MICO-00050.

Material estudiado: Zona 2.14, en el suelo en bosque de Fagus sylvatica, 11-VII-2014, leg. F. Serrano, A. Hereza, JACA-MICO-00050.

Apotecios ligeramente cupuliformes a turbinado-discoideos, hasta de 10 mm de diám., sésiles, con tonos verdosos en el himenio. Exterior algo más claro y furfuráceo. Margen regular, no marcado y liso. Carne del mismo color y sin látex.

Ascas cilíndricas, operculadas, octospóricas, uniseriadas, con uncínulo basal, inamiloides en IKI, apreciándose algunas ligeras esfumaciones azuladas aisladas en el ápice ascal con pretratamiento con KOH + IKI, así como con reactivo Melzer, de (283-)293-316(-358) × (12,4-)12,5-15,5(-16,6) µm, Me = 309 × 14,0 µm. Ascosporas estrechamente elipsoidales, apiculadas, hialinas de jóvenes, amarillento-verdosas al madurar, sobre todo en los apículos, bigutuladas, inicialmente lisas, posteriormente con ornamentación de verrugas aisladas poco prominentes, de menos de 1 µm, de (16,8-)17,8-20,1(-21,2) × (8,3-)8,8-10,0(-10,3) µm, Q = (1,8-)1,9-2,2(-2,3), N = 60, Me = 19,1 × 9,4 µm, Qe = 2,0 (sin incluir los apículos), con apículos bien desarrollados en los extremos, mayoritariamente con perfil triangular y en ocasiones subglobosos, de ápice romo, con una anchura y altura similar, de (3,1-)3,3-4,1(-4,9) × (2,5-)2,8-3,7(-4,3) µm, Q = (1,0-)1,03-1,3(-1,5), N = 42, Me = 3,7 × 3,2 µm, Qe = 1,2. Paráfisis filiformes, multiseptadas, ramificadas, ensanchadas ligeramente en el ápice, con pequeñas vacuolas amarillo-verdosas. Excípulo medular muy estrecho, de (131-)150-217(-244) µm, Me = 190 µm, más oscuro, con textura intricata. Excípulo ectal formado por una capa muy ancha, de al menos (827-)904-1385(-1443) µm, Me = 1074 µm, de color amarillo-verdoso predominantemente de textura globulosa, pero mezclado con hifas delgadas menos evidentes de textura intricata, con algunas terminaciones hifoides ligeramente engrosadas en el ápice en su capa más externa.

Observaciones: Moravec (1984) describe P. obtusapiculata a partir de una colección anterior identificada erróneamente como P. apiculata Cooke (Moravec, 1977). Dissing & Sivertsen (1983) describen P. prosthetica como una especie muy similar pero distinta a P. apiculata sensu J. Moravec (1977), con verrugas muy delicadas, aislada y regulares. Ambas especies difieren de la descripción original de 1875 de P. apiculata Cooke en la forma de los apículos de las esporas. Moravec (1984) señala como lo más característico de P. obtusapiculata su conspicua ornamentación esporal consistente en verrugas gruesas, apículos campanulados, cónicos o alargados, pero con el ápice romo o redondeado, mientras que P. prosthetica tiene ornamentación esporal de verrugas irregulares menores aisladas y P. apiculata tiene apículos en punta, mayores de 6 µm de largo y esporas finamente verrucosas. Posteriormente Moravec (1985a), en su revisión taxonómica de las especies cercanas a Peziza apiculata, estudia los tipos de P. apiculata Cooke, P. vagneri, J. Moravec, P. obtusapiculata J. Moravec, P. prosthetica Dissing & Siversten, P. apiculata var. flavobrunnea Donad., otras colecciones de P. thozetii Berk. y dos nuevos taxones, P. polarispinosa spec. nov. y P. kabyliensis spec. nov., así como P. elachroa Berk. & Curt. in Cooke y afirma que todos los taxones están bien separados, aunque tienen características comunes que les hace estar estrechamente relacionados. Después de examinar cientos de ascosporas concluye que un cierto número de esporas de cada especie examinada presenta algunos caracteres iguales o similares a otras colecciones de otras especies (apéndices, apículos, espinas, etc.), e incluso la forma de las verrugas es variable. Sin embargo, señala que hay otras características (macroscópicas o tamaño esporal) que separan suficientemente los taxones. De esta forma, P. obtusapiculata se diferencia de P. apiculata por tener la primera las esporas más pequeñas (14-19,5 × 8-10 µm, sin contar los apículos), con ornamentación más gruesa de verrugas completamente redondeadas, apículos con forma obtusa, y especialmente por la ausencia de proyecciones en forma de espinas similares a dedos en los extremos, de forma que aunque puedan encontrarse apículos obtusos en P. apiculata, sin embargo no se encuentra ninguna espora de P. obtusapiculata con las proyecciones en forma de largas espinas en los extremos.

Peziza prosthetica es similar en tamaño esporal y forma de los apículos, sin embargo tiene una ornamentación mucho más fina, que la separa de la gruesa de P. obtusapiculata. Van Vooren & Moyne (2004) describe la primera cita para Francia de P. prosthetica a partir de una revisión de material de herbario identificado previamente como P. apiculata y señala que, aunque son especies parecidas, y tal y como indicaba Moravec (1985a), la especia más próxima es P. obtusapiculata, diferenciándose por la longitud y ornamentación esporal. Más recientemente Cacialli et al. (2012), al darle el nuevo nombre de Peziza vacekii Cacialli, Lantieri & Medardi a Plicaria tiliacea Vacek, estudian los holotipos de P. tiliacea y P. obtusapiculata y el isotipo de P. prosthetica, llegando a la conclusión de que son tres especies diferentes, tanto por la composición de los excípulos como por la ornamentación y apículos esporales. En la tabla 3 realizamos una comparativa de las descripciones originales de P. obtusapiculata y P. prosthetica, las descripciones de P. vacekii, P. prosthetica y P. obtusapiculata de Cacialli et al. (2012) y nuestra recolecta. Llegamos a la conclusión de que la especie recolectada por nosotros se trata de P. obtusapiculata principalmente por la ornamentación esporal y el tamaño y la forma de los apículos, si bien somos conscientes de su gran cercanía con P. prosthetica, por lo que es un grupo de especies candidato a realizar estudios más profundos con técnicas de biología molecular, ya que al menos hay un estudio que incluye varias de estas especies (Hansen et al. 2005). Desconocemos la distribución de la especie en Europa más allá de la descripción original de Checoslovaquia.

Tabla 3: Comparativa entre P. obtusapiculata, P. prosthetica y P. vacekii.

Table 3. Comparison between P. obtusapiculata, P. prosthetica and P. vacekii.

Especie E. medular E. ectal Ascas Ascosporas Apículos
P. obtusapiculata Moravec (1984) (*)   Interior: globulosas.
Exterior: piriformes a elongadas, terminadas en elementos hifales septados con ápices oblongos mayoritariamente capitados
290-300 × 13,6 µm. Amiloide 16,3-24,5-27 × 8-9,5(10,2) µm con apículos. 13,6-19,5 µm sin apículos. Verrugas redondeadas de 0,5-1,5-2 × 0,2-0,7-1,7 µm (ancho × alto). Gútulas ? Cónicos a elongados, raramente oblongos, hasta 3,5 µm de alto
P. prosthetica Dissing & Siversten (1983) (†) 150-170 µm. Células angulares densamente entremezcladas 300-500 µm (medular + ectal).
Exterior: angular-globulosa.
Interior: mixta de células hifoides y globosas a limoniformes
300-350 (Himenio) × 1 13,5-16,5 µm. Débilmente amiloide 15,2-17,6-19,8 × 8,0-9,6-10,6 µm sin apículos. Verrugas delicadas, aisladas, regulares. 2 gútulas Romos, regulares o irregulares, 1-3 µm de alto y ancho
P. vacekii Caccialli & al. (2012) (†) 200-250 µm. Globuloso-angular 300 µm. Globuloso-angular 270-300 × 12-15 µm. Amiloide (14)16-17 × (8,5)9-10 µm sin apículos. Verrugas 0,5-1 × 0,5 µm. 1 gútula Obtusos, 1-2,5 × 3-4 µm (alto × ancho)
P. prosthetica Caccialli & al. (2012) (†) 80-120 µm. Epidermoideo-globuloso-angular con células alargadas 250-280 µm. No claramente definido, similar al medular 290-310 × 12-15 µm. Amiloide 18-20 × 9-10(11,5) µm sin apículos. Aparentemente lisas, pero con punteado muy fino. 2 gútulas Obtusos-agudos o aplanados. 1-3 µm de alto y ancho
P. obtusapiculata Caccialli & al. (2012) (†) 300-350 µm. Globuloso-angular 300-350(400) µm. Globuloso, con pocas hifas intercaladas 250-300(350) × 14-18 µm. Amiloide 16-18 × (8)8,5-10(15) µm sin apículos. Verrugas densas, redondeadas o angulares de 0,5-1 µm de alto y ancho. 2 gútulas Triangulares o forma de espina de rosal, a veces con una o más protusiones, de 1-3(6) µm de alto
P. obtusapiculata JACA-MICO-00050 (*) 131-244 µm. Intricada 827-1443 µm. Globulosa mezclada con intricada 283-358 × 12,4-16,6 µm. Inamiloide (16,8)17,8-20,1(21,2) × (8,3)8,8-10(10,3); Me=19,1 × 9,4 µm sin apículos. Verrugas densas hasta de 1 µm de alto. 2 gútulas Triangulares, a veces subgloboso, ápice romo, de (3,1)3,3-4,1(4,9) × (2,5)2,8-3,7(4.3); Me=3,7 × 3,2 µm (ancho × alto)

Scutellinia barlae (Boud.) Maire (Figura 13).

Figura 13: Caracteres morfológicos de Scutellinia barlae. a. Apotecios en fresco. b. Margen. c. Base de asca. d. Paráfisis. e. Pelos marginales. f. Excípulo ectal. g. Detalle de pelos marginales. h. Ascosporas. Escala: 5 mm = a1, a2; 200 µm = b; 50 µm = d, e, f; 10 µm = c, g, h. Medio de montaje: H2O = b-g; Azul de lactofenol = h. Fotos: JACA-MICO-00600 = a2, d, e, f, h; JACA-MICO-00601= a1, b, c, g.

Figure 13: Morphological characters of Scutellinia barlae. a. Fresh apothecia. b. Margin. c. Ascal base. d. Paraphyses. e. Marginal hairs. f. Ectal excipulum. g. Detail of marginal hairs. h. Ascospores. Bar: 5 mm = a1, a2; 200 µm = b; 50 µm = d, e, f; 10 µm = c, g, h. Mounting medium: H2O = b-g; Lacto-Phenol Blue = h. Photos: JACA-MICO-00600 = a2, d, e, f, h ; JACA-MICO-00601 = a1, b, c, g.

≡ Ciliaria barlae Boud.

≡ Sphaerospora barlae (Boud.) Sacc.

≡ Rubelia barlae (Boud.) Nieuwl.

≡ Scutellinia trechispora var. barlae (Boud.) J. Moravec.

Material estudiado: Zona 3.2, en talud sobre humus entre musgos, 9-XI-2014, leg. J. Hernanz, A. Lorenzo, JACA-MICO-00600. Ibidem 27-XII-2014, JACA-MICO-00601

Apotecios hasta de 7 mm de diám., en forma de disco, sin estípite, de color naranja, con el margen y el excípulo cubierto de pelos pardos cortos, que forman un borde bien visible.

Ascas cilíndricas, provistas de uncínulo basal, operculadas, octospóricas, con las ascosporas dispuestas en una fila. Ascosporas globosas, marcadamente multigutuladas, de (17,7-)18,3-21,7(-22,0) × (17,5-)18,2-21,2(-22,0) µm, Q = 1,0-1,05(1,1), N = 50, Me = 20,1 × 19,7 µm, Qe = 1,0, ornamentadas con verrugas truncadas tendiendo a redondeadas, de (0,9-)1,1-1,7(-2,6) × (0,7-)1,0-1,4(-1,5) µm, N = 56, Me = 1,4 × 1,2 µm (ancho × alto). Paráfisis cilíndricas de 2-4 µm de diám., rectas, multiseptadas, ensanchadas en el ápice hasta 11 mm, algunas bifurcadas, con pigmentos carotenoides en su interior. Excípulo medular hialino con textura intricata. Excípulo ectal hialino con textura globulosa-angularis, las capas más externas con células alargadas que forman algunas excrecencias hifoides hialinas, especialmente hacia el margen. Pelos cortos, la mayoría ventricosos, de color marrón claro, cubren la cara externa siendo más densos en el margen, no diferenciados los marginales, de paredes gruesas (3-5µm), con base no bifurcada, con pocos septos (1-4) irregularmente distribuidos y poco visibles, de (162-)224-350(-374) × (16,5-)19,8-25,1(-27,1) µm, N = 33, Me = 285 × 22,3 µm.

Observaciones: Esta especie se caracteriza por sus pelos cortos, poco septados, algo ventrudos, de paredes gruesas y sus ascosporas globosas con ornamentación en forma de verrugas truncadas (Schumacher, 1990). Es una especie distribuida por las regiones bioclimáticas mediterránea y atlántica templada (Matočec, 1998). Se distingue principalmente de S. minor (Velen.) Svrcek por la base de los pelos generalmente simple, las esporas totalmente globosas y el perfil de la ornamentación algo más truncado en S. barlae. No hemos observado diferencias de tamaño esporal que puedan resultar un carácter diferenciador entre las dos especies, sin embargo la ornamentación esporal es ligeramente distinta: más homogénea y de perfil predominantemente circular en S. barlae y más heterogénea y de perfil más irregular en S. minor, en vista superior o “de cara”. Véase el apartado de observaciones de S.minor.

Scutellinia minor (Velen.) Svrcek (Figura 14).

Figura 14: Caracteres morfológicos de Scutellinia minor. a. Apotecios en fresco. b. Sección transversal del apotecio. c. Pelos marginales. d. Excípulo ectal. e. Paráfisis. f. Base de pelo marginal. g, h. Ascosporas. Escala: 5 mm = a1, a2; 500 µm = b; 100 µm = c, d; 10 µm = e-h. Medio de montaje: H2O = b-g; Azul de lactofenol = h. Fotos: JACA-MICO-00602 = a2, c, f, g, h2; JACA-MICO-00603 = a1, b, d, e, h1.

Figure 14. Morphological characters of Scutellinia minor. a. Fresh apothecia. b. Apothecial cross section. c. Margin hairs. d. Ectal excipulum. e. Paraphyses. f. Margin hair base. g, h. Ascospores. Bar: 5 mm = a1, a2; 500 µm = b; 100 µm = c, d; 10 µm = e-h. Mounting medium: H2O = b-g; Lacto-Phenol Blue= h. Photos: JACA-MICO-00602 = a2, c, f, g, h2; JACA-MICO-00603 = a1, b, d, e, h1.

Sphaerospora minor Velen.

Material estudiado: Zona 5.5, en borde de arroyo de montaña entre musgos, 5-IX-2014 leg. J. Hernanz, JACA-MICO-00602. Ibidem. 28-VIII-2015, leg. M.A Ribes, J. Hernanz, JACA-MICO-00603

Apotecios hasta de 13 mm de diám., en forma de disco, sin estípite, de color naranja, con el margen y el excípulo cubierto de pelos pardos cortos, que forman un borde bien visible.

Ascas cilíndricas, con uncínulo basal, operculadas, octospóricas, con las ascosporas dispuestas en una fila. Ascosporas subglobosas, multigutuladas, de (19,3-)20,2-21,4(-21,7) × (18,5-)19,0-20,2(-20,4) µm, Q = (1,0-)1,03-1,09(-1,1), N = 39, Me = 20,8 × 19,6 µm, Qe = 1,1, ornamentadas con verrugas redondeadas de (0,9-)1,2-1,8(-2,1) × (1,2-)1,23-1,6(-1,8) µm, N = 50, Me = 1,5 × 1,5 µm (ancho × alto). Paráfisis cilíndricas de 3,5-5,5 µm de diam., rectas, multiseptadas, ensanchadas en el ápice hasta 12 µm, con pigmentos carotenoides en su interior. Excípulo medular con tonos oliváceos con textura intricata. Excípulo ectal hialino con textura globulosa-angularis. Pelos cortos, algunos ventricosos, de color marrón claro, las paredes tienen un grosor de (2,2-)2,4-3,7(-3,9) µm, N = 16, Me = 3,0 µm. Pelos del receptáculo no ramificados, los marginales más largos, con base ramificada en dos o tres ramas, con longitud variable de (159-)281-499(-562) × (16-)18-27(-32) µm, N = 35, Me = 373 × 22 µm.

Observaciones: Scutellinia minor y S. barlae tienen grandes similitudes morfológicas, pero habitan en dos zonas bioclimáticas muy diferentes. Mientras S. minor es de distribución boreoalpina, S. barlae es de distribución mayoritariamente mediterránea y de clima atlántico templado (Matočec, 1998). El PNOMP presenta grandes contrastes climáticos y se han encontrado ambas especies a tan sólo 14 km de distancia entre ellas, S. barlae en el piso montano a 950 m en quejigal calcícola submediterráneo con boj y S. minor en el borde de un arroyo a 2.070 m en el piso subalpino entre Aconitum napellus L., Caltha palustris L. y briófitos en terreno pizarroso.

Sowerbyella fagicola J. Moravec. Figura 15.

Figura 15: Caracteres morfológicos de Sowerbyella fagicola. a. Apotecios en fresco. b. Sección transversal del apotecio. c. Margen. c1. Transición del excípulo ectal hacia el margen. c2. Células terminales del margen. d. Excípulo ectal en el flanco. e. Excípulo medular. f. Ascas. g. Paráfisis. h. Ascosporas. Escala: 10 mm = a; 500 µm = b; 100 µm = c1, f; 50 µm = c2, e; 20 µm = d, g, h. Medio de montaje: H2O = b-g, h1; CRB = h2. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00043.

Figure 15. Morphological characters of Sowerbyella fagicola. a. Fresh apothecia. b. Apothecial cross section. c. Margin. c1. Transition from ectal excipulum to margin. c2. Margin terminal cells. d. Ectal excipulum at flank. e. Medullary excipulum. f. Asci. g. Paraphyses. h. Ascospores. Bar: 10 mm = a; 500 µm = b; 100 µm = c1, f; 50 µm = c2, e; 20 µm = d, g, h. Mounting medium: H2O = b-g, h1; CRB = h2. Photos: all from JACA-MICO-00043.

Material estudiado: Zona 2.6, sobre restos de madera de haya (Fagus sylvatica), 2-VII-2014, leg. F. Serrano, F. Cervera, JACA-MICO-00043.

Apotecios profundamente cupuliformes, largamente estipitados, cespitosos, hasta de 15 mm de diam. en la copa y de 55 mm de alto, de color naranja intenso a naranja cobrizo. Margen ligeramente involuto, algo ondulado, suavemente furfuráceo y levemente más oscuro. Exterior de color similar y ligeramente furfuráceo. Pie cilíndrico, ondulado, muy largo, hasta de 45 mm, más claro que la copa, liso a ligeramente abollado-surcado, recubierto ligeramente por una pruina blanquecina y con abundantes restos miceliares en la base, englobando restos de sustrato.

Ascas cilíndricas, octospóricas, uniseriadas, operculadas, inamiloides, con uncínulo basal, de (249-)253-277(-284) × (13,1-)13,5-16,3(-17,7) µm, Me = 266 × 14,9 µm. Ascosporas fusiformes, hialinas, de pared delgada, con dos grandes cuerpos lipídicos (LBs) más o menos centrales y otros más pequeñas entre éstos, y entre ellos y los extremos esporales en ascosporas vivas en agua; con un único LB central más grande y pocos más pequeños en ascosporas muertas; inicialmente lisas, posteriormente con ornamentación de verrugas aisladas poco prominentes que a veces llegan a confluir, de (16,4-)17,9-20,1(-21,1) × (6,6-)7,2-8,2(-8,6) µm, Q = (2,1-)2,3-2,6(-3,0), N = 70, Me = 18,9 × 7,7 µm, Qe = 2,5. Paráfisis filiformes, septadas, no engrosadas en el ápice, con pigmento amarillo. Subhimenio con la misma estructura, más denso y oscuro. Excípulo medular muy ancho, amarillo claro, con textura intricata. Excípulo ectal muy estrecho, amarillo-dorado, más oscuro que el medular, con textura subglobulosa-angularis, cubierto por una capa de pelos cilíndricos, septados, hialinos a amarillentos y estrechos, más abundantes conforme nos acercamos al margen, donde forman una empalizada de células alargadas de color amarillo-dorado con textura porrecta con hifas terminales septadas, ligeramente constreñidas en los septos, no engrosadas en el ápice y grandes vacuolas no refringentes en su interior.

Observaciones: Las medidas de nuestra recolecta difieren ligeramente de las que refieren Galán et al. (2010), sobre todo en las ascas, bastante más cortas y estrechas (205-240 × 7-13 µm), y algo menos en las esporas (17-21 × 7-9 µm), diferencias que sin duda se explican porque sus medidas están hechas in statu emortuo (Baral, 1992) tras rehidratar el material de herbario y montar las secciones obtenidas en soluciones letales de KOH al 3% y en reactivo Melzer, aunque Rubio (2011) también refiere ascas hasta de 250 × 14 µm en agua en vivo (com. pers.), algo más cortas que las nuestras. Moravec (1973), en su descripción original de la especie, también refiere ascas más cortas, de 190-200 × 8-10,8 µm, señalando que esta especie se caracteriza por su color amarillo-naranja brillante, sus esporas elipsoidales-elongadas con diferente ornamentación, tamaño y su hábitat, y la compara con S. radiculata (Sow. ex Fr.) Nannf., especie no muy brillante de color, paráfisis curvadas en el ápice, con ascosporas de 13,2-16,3 × 7,2-8 µm, con verrugas irregulares, sobre madera de coníferas, y con S. unicolor (Gill.) Nannf., con ascosporas elipsoidales de 13,5-14,5 × 6,5-7 µm, con dos LBs, con verrugas aisladas, también sobre coníferas. Las medidas ascales de Roffler (1999) también son menores (210-250 × 9-11 µm), si bien este autor señala que están tomadas en KOH al 5%, así como las de Peric (2008), de 194-240 × 9-11 µm, que no detalla si están tomadas en agua o en los diversos medios de estudio utilizados (azul de metileno, azul de algodón láctico, potasa, reactivo de Melzer o rojo congo). En cualquier caso, con las clásicas claves de Moravec (1985b) y Moravec (1988) llegamos sin duda a esta especie, aunque no hemos observado que las paráfisis estén engrosadas en el ápice. Esta especie se caracteriza por sus esporas finamente punteadas y se diferencia de la especie más cercana macroscópicamente, S. rhenana (Fuckel) J. Moravec, en que ésta tiene las esporas reticuladas. Microscópicamente se separa de S. imperialis (Peck) Korf y S. angustispora Cao & Moravec en que ambas tienen esporas más pequeñas. Se trata de una especie muy rara, únicamente conocida en Europa, al menos en la República Checa (localidad tipo) 1973, 1988, Alemania 1993, Austria 1999, 2003, Polonia 2007, Francia 2010, Montenegro 2008, Dinamarca 2010, Italia 2009 y España, Cádiz, Grazalema, Puerto del Pinar, entre musgos en bosque mixto de Quercus sp. y Abies pinsapo Boiss., 2010 (Galán et al., 2010), Asturias, Somiedo, La Malva, sobre humus de avellano (Corylus avellana) 2011 (Rubio, 2011).

Phyllum Badidiomycota

Cortinarius parelegantior Moënne-Loccoz & Reumaux. Figura 16.

Figura 16: Caracteres morfológicos de Cortinarius parelegantior. a. Basidiomas. b. Basidiosporas. Escala: 10 µm = b. Medio de montaje: H2O = b. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00599.

Figure 16. Morphological characters of Cortinarius parelegantior. a. Basidiomata. b. Basidiospores. Bar: 10 µm = b. Mounting medium: H2O = b.Photos: all from JACA-MICO-00599.

Material estudiado: Zona 5.2, bosque de Fagus sylvatica, 30-VIII-2014, leg. J.C. Campos, J. Cuesta, G. Sánchez, S. Santamaría, F. Serrano, JACA-MICO 00599.

Píleo de 50-90 mm de diam., convexo a plano convexo, no mamelonado, duro, carnoso. Margen incurvado a recto en la madurez, no estriado. Cutícula lisa, viscosa, de color crema-amarillento a crema-oliváceo, más oscuro hacia el centro. Láminas medianamente apretadas, de color crema-amarillento con la arista erosionada y concolora. Estípite cilíndrico, lleno, de 55-85 × 15-25 mm, de color crema a crema amarillento, terminado en un bulbo marginado, hasta de 36 mm de ancho, blanquecino manchado de ocre. Cortina abundante, crema-amarillenta. Carne crema a crema-amarillenta, con reflejos rosados en el bulbo.

Reacciones macroquímicas: con potasa (KOH) al 20% pardo rojizo oscuro en la pileipellis y rosa-rojizo en la carne.

Basidiosporas amigdaliformes, papiladas, de (12,5-)13,9-14,6(-16) × (7-)7,4-7,9(-9) μm, Me= 14,2 × 7,6 μm, Q = (1,7-)1,8-1,9(-2), Qe = 1,9, con ornamentación gruesa, medianamente densa.

Observaciones. Especie descrita recientemente, situada dentro de la sección Fulvi Moser & Horak, serie Elegantior Bid., Moënne-L. & Reum. Y caracterizada por tener las esporas de mayor tamaño de toda la serie (Bidaud et al., 2003). Investigada su corología en la Península Ibérica, hemos constatado que no está citada (R. Mahiques, com. pers.), por lo que nuestra recolecta sería la primera cita para el territorio peninsular.

Russula adulterina Fr. Figura 17.

Figura 17: Caracteres morfológicos de Russula adulterina. a. Basidiomas. b. Basidiosporas c. Dermatocistidios. Escala: 10 µm = b; 20 µm = c. Medio de montaje: Melzer = b; Sulfovainillina = c. Fotos: todas a partir de JACA-MICO-00105.

Figure 17: Morphological characters of Russula adulterina. a. Basidiomata. b. Basidiospores c. Dermatocystidia. Bar: 10 µm = b; 20 µm = c. Mounting medium: Melzer = b; Sulphovanillin= c. Photos: all from JACA-MICO-00105.

Material estudiado: Zona 5.1, bosque de Abies alba con algún Pinus sylvestris y Fagus sylvatica, 30-VIII-2014, leg, J.C. Campos, J. Cuesta, G. Sánchez, S. Santamaría, F. Serrano, JACA-MICO 00105, duplo en GSD14.08.30.01

Basidiomas carnosos y grandes, de carne no excesivamente compacta. Píleo de 7 a 13 cm de diam., primero convexo, luego aplanado y bastante deprimido en el centro, con el margen acanalado, de colores muy variables, predominando los tonos pardos, violeta, verdoso oscuro con el centro amarillo o verdoso con manchas parduscas. Láminas a veces bifurcadas, con la arista algo sinuosa, que van tomando un color ocre amarillento, fáciles de desprender cuando el ejemplar está algo seco. Estípite robusto, grueso, más o menos cilíndrico, algo arrugado y blanco. Carne claramente picante después de unos segundos de probarla.

Reacciones macroquímicas: Los reactivos se han aplicado sobre la carne del estípite. Reacciona de forma intensa a la resina de guayaco tomando un color verde negruzco. Reacción banal a la potasa (KOH) al 20% y reacción rosa naranja sucio al sulfato ferroso.

Esporada de color amarillo vivo, cerca de IVe según la escala de Romagnesi (Romagnesi, 1967).

Basidiosporas obovoides, con espinas cónicas aisladas y grandes, de (8,4-)9-11,2(-11,4) × (7,2-)8,1-9,3(-10) µm, Q = (1-)1,1-1,26(-1,3), N = 35, Me = 10,2 × 8,6 µm, Qe = 1,2. Esporas medidas en Melzer. Dermatocistidios presentes en la cutícula, cilíndricos o claviformes, pluriseptados, de 4,5-11,5 µm de ancho y que toman una coloración gris negruzca con la sulfovanillina.

Observaciones: Es una especie que hemos recogido varias veces en el mismo lugar, un hábitat que es un bosque de Abies alba casi puro, con algún Pinus sylvestris cercano. Es un área algo antropizada, ya que está al lado de un camino y de una zona con algunas mesas. También hemos observado restos de excrementos de ganado. El lugar donde hemos realizado las recolectas es bastante sombrío y el suelo está lleno de acículas de los abetos sin apenas hierba. Estaba acompañada de Russula aurea Pers. Sarnari (2005) la describe como una “specie rarissima sull’arco alpino”. Es una especie que ha tenido intepretaciones diferentes según autores, hasta la interpretación moderna de Romagnesi con un neotipo en su herbario de 1967 (Romagnesi, 1967). El hábitat de esta especie, según estos autores, son bosques de coníferas del piso subalpino en terreno calizo, que concuerda con nuestras recolectas. Muy cercana a esta especie es R. firmula Jul. Schäff., que junto a R. adulterina forman la serie Adulterina dentro de la subsección Urentes en la clasificación de Sarnari (Sarnari, 2005). Ambas especies se encuentran en los mismos hábitats, coníferas de montañas subalpinas en terreno calizo, con una esporada IVe, de colores variables, picantes y tienen esporas espinosas y aisladas. Sin embargo, R. adulterina suele ser más grande, entre 6 y 12 cm, mientras que R. firmula es algo menor, entre 3 y 7 cm. Por otra parte, la reacción al guayaco es intensa y rápida en R. adulterina y lenta en R. firmula. Y por último, las esporas de R. adulterina (7,5-12 × 7-9,5 μm) son mayores que las de R. firmula (8-10 × 6,8-8,4 μm). No tenemos constancia de otras citas en la Península Ibérica.

4. DiscusiÓnTop

En esta primera campaña se ha podido observar la gran diversidad fúngica presente en el PNOMP. Se determinaron 311 taxones, correspondiendo el 77% al Phyllum Basidiomycota, 20% a Ascomycota y 3% a Myxomycota, siendo los órdenes más representativos los Agaricales con el 55% de todas las especies reconocidas en este trabajo, los Russulales con un 15%, los Pezizales con un 12%, los Polyporales con un 9%, Boletales con un 8% y Helotiales con un 3%. En la Tabla 4 se refleja el detalle.

Tabla 4: Detalle de taxones recolectados por órdenes.

Table 4: Detailed taxa by order.

Ascomycota Basidiomycota Myxomycota
Orden Ctd Orden Ctd Orden Ctd
Boliniales 1 Agaricales 131 Liceales 3
Coronophorales 1 Auriculariales 1 Physarales 4
Geoglossales 2 Boletales 19 Protosteliales 1
Helotiales 10 Cantharellales 8 Trichiales 2
Hypocreales 2 Dacrymycetales 1    
Onygenales 1 Exobasidiales 1    
Orbiliales 2 Geastrales 1    
Pezizales 37 Gloeophyllales 1    
Sordariales 1 Gomphales 4    
Xylariales 4 Hymenochaetales 3    
    Polyporales 22    
    Pucciniales 1    
    Russulales 37    
    Thelephorales 8    
    Tremellales 2    
Total Ascomycota 61 Total Basidiomycota 240 Total Myxomycota 10

En el año 1985 se creó la red European Council for Conservation of Fungi (ECCF) (http://www.wsl.ch/eccf/welcome-en.ehtml) con el fin de aglutinar datos y crear estrategias comunes en los países europeos de cara a proteger aquellas especies que se consideran amenazadas. Como resultado de estos trabajos, en 2001 se creó un documento que propone 33 especies europeas prioritarias que se consideran amenazadas, proponiendo una gestión eficaz de las mismas, actualizándose posteriormente en 2003 (ECCF, 2003).

En España se creó, junto con Portugal, un grupo de trabajo hispano-luso para la conservación de hongos y realizó una propuesta con 67 especies (ADESPER, 2008) que no llegó a consensuarse y no está respaldada oficialmente.

Asimismo, bajo los auspicios del Gobierno de Aragón, se está elaborando un borrador de la Lista Roja de Hongos de Aragón que toma como punto de partida la propuesta hispano-lusa anterior y sigue los criterios del ECCF para la realización de la Lista Roja, evaluando el estado de conservación de estas especies de acuerdo a los criterios de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN) en su aspecto cuantitativo.

De estas listas, hemos localizado las siguientes especies en el Parque Nacional de Ordesa y Monte Perdido:

  1. Boletopsis grisea (Peck) Bondartsev & Singer.
  2. Craterellus melanoxeros (Desm.) Pérez-De-Greg.
  3. Coprinopsis martinii (P.D. Orton) Redhead, Vilgalys & Moncalvo.
  4. Cortinarius caperatus (Pers.) Fr.
  5. Geoglossum atropurpureum (Batsch) Pers.
  6. Gomphidius roseus (Fr.) Fr.
  7. Gomphus clavatus (Pers.) Gray.
  8. Ramaria botrytis (Pers.) Ricken.
  9. Sarcoscypha jurana (Boud.) Baral.

AgradecimientosTop

A la Dirección y Patronato del Parque Nacional de Ordesa y Monte Perdido por la concesión de la autorización para la realización de este Proyecto, así como a la Guardería del Parque por su entusiasta colaboración.

Al Dr. Juan J. Barriuso y su equipo, especialmente a Sergio Sánchez del Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA) por su proactiva colaboración en la realización de los análisis moleculares.

Al Instituto Pirenaico de Ecología y a Daniel Gómez (Herbario JACA) por su disposición a que depositemos las exsiccati de este proyecto en dicho Herbario. A Javier Puente (Desarrollo Rural y Sostenibilidad. DGA. Huesca) por su colaboración y apoyo al Proyecto desde el inicio.

A Hans Otto Baral por la confirmación de Hymenoscyphus lutescens e H. serotinus. A Michel Delpont por la confirmación de Lasibolus intermedius. A Enrique Rubio, Pierre-Arthur Moreau, Nicolas Van Vooren, Rubén Martínez, Karl Keck y Bernd Fellmann por la ayuda en la identificación de Gyromitra martinii. A Enrique Rubio, Nicolas Van Vooren, Andreas Gminder y Gianfranco Medardi por la ayuda en la identificación de Peziza obtusapiculata. A René Dougoud por la excelente documentación aportada sobre E. rhododendrii.

A Ibai Olariaga y Alain Gardiennet por la confirmación de Lentomitella cirrhosa.

A Rafael Mahiques y Juan de Dios Reyes, del GIC (Grupo Iberoinsular de Cortinariólogos) por la confirmación de Cortinarius parelegantior.

A José Luis Benito Alonso por su amable cesión del mapa extraído de su tesis doctoral.

A los demás compañeros del Equipo Ordesa 2014 por la colaboración y participación en este Proyecto.

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